پیوندهای مفید
اخبار و اعلانات
آمار
| تعداد نشریات | 43 |
| تعداد شمارهها | 1,686 |
| تعداد مقالات | 13,791 |
| تعداد مشاهده مقاله | 32,420,362 |
| تعداد دریافت فایل اصل مقاله | 12,801,506 |
تأثیر سینترژیستی پلیساکاریدهای سولفاته جلبک سبز با آنتیبیوتیک بر کروم سنسینگ و تشکیل بیوفیلم در باکتری سودوموناس آئروژینوزا | |||||||||||||||||
| زیست شناسی میکروبی | |||||||||||||||||
| مقاله 3، دوره 13، شماره 50، تیر 1403، صفحه 27-40 اصل مقاله (798.19 K) | |||||||||||||||||
| نوع مقاله: پژوهشی- فارسی | |||||||||||||||||
| شناسه دیجیتال (DOI): 10.22108/bjm.2024.140364.1579 | |||||||||||||||||
| نویسندگان | |||||||||||||||||
| رشید علیجانی اردشیر* 1؛ مینا اورنگ2 | |||||||||||||||||
| 1استادیار گروه زیست فناوری، دانشکده زیست فناوری، دانشگاه تخصصی فناوریهای نوین آمل، مازندران، ایران | |||||||||||||||||
| 2استادیار علوم آزمایشگاهی، دانشکده علوم پزشکی، دانشگاه آزاد اسلامی واحد ساری، ساری، ایرا | |||||||||||||||||
| چکیده | |||||||||||||||||
| سودوموناس آئروژینوزا باکتری بیماریزای گرم منفی است که معمولاً در مراکز بهداشتی یافت میشود و بهدلیل توانایی خود در تشکیل بیوفیلمها و اینکه عوامل بیماریزای آن توسط سیستمهای کروم سنسینگ (QS) کنترل میشود، مشهور است. هدف از مطالعه حاضر بررسی پتانسیل همافزایی ضدمیکروبی پلیساکاریدهای سولفاته (SPs) استخراجشده از جلبک سبز اینترومورفا اینتستینالیس و همچنین بررسی اثر SPs بر فنوتیپ Qs و توانایی تشکیل بیوفیلم در باکتری سودوموناس آئروژینوزاATCC 10145 بود. SPs استخراجشده که با سفتازیدیم ترکیب شده بود، اثر آنتیبیوتیکی چشمگیری را در برابر باکتری سودوموناس آئروژینوزا نشان داد و فعالیت باکتریکشی آن را تا 9 برابر افزایش داد. علاوه بر این، غلظتهای زیر حداقل غلظت بازدارنده (MIC) SPs استخراجشده (5 و 10 میکروگرم بر میلیلیتر) تولید پیوسیانین و رامنولیپید و همچنین تحرک شنا، فعالیت پروتئاز و توانایی تشکیل بیوفیلم را در مقایسه با گروه کنترل با موفقیت کاهش داد (P<0.05). به نظر میرسد SPs استخراجشده از جلبک سبز پتانسیل درخور توجهی را بهعنوان یک عامل پوششی برای تجهیزات جراحی داشته باشد و بهطور مؤثر از عفونتهای بیمارستانی ناشی از باکتری بیماریزای سودوموناس آئروژینوزا جلوگیری کند. | |||||||||||||||||
| کلیدواژهها | |||||||||||||||||
| سودوموناس آئروژینوزا؛ ضد میکروبی؛ سیستمهای کروم سنسینگ؛ جلبک سبز؛ ضد بیوفیلم | |||||||||||||||||
| اصل مقاله | |||||||||||||||||
|
مقدمه سودوموناس آئروژینوزا[1] یک باکتری گرم منفی است که معمولاً در بیمارستانها یافت میشود (1) و بسیاری از مطالعات گذشته نشاندهندة توانایی بالای این باکتری و سویه ATCC 10145 در تشکیل بیوفیلم است (2-4). تشکیل بیوفیلمها همراه با سایر عوامل بیماریزا در این پاتوژن یک فرآیند با واسطه کروم سنسینگ [2](QS) است. سیستمهای LasI-LasR وrhlI-rhlR QS با تنظیم ترشح اگزوتوکسینها و اگزوآنزیمها مانند پروتئاز، آلژینات و مواد پلیمری خارج سلولی که به توسعه بیوفیلم کمک میکنند، قدرت بیماریزایی سودوموناس آئروژینوزا را کنترل میکنند (5). رشد بیوفیلمها متکی به تحرک جمعیت با واسطه QS است که توسط سیستم rhl و سایر سیستمهای QS در سودوموناس آئروژینوزا کنترل میشود و نقش مهمی در توسعه عفونت دارند. مهار سیستمهای QS میتواند حدت باکتریایی را کاهش دهد؛ زیرا آنها بازیگران کلیدی در بیماریزایی هستند (6). درنتیجه، مطالعات متعدد مهارکنندههای QS و مهارکنندههای بیوفیلم را برای کاهش تشکیل بیوفیلم و عوامل بیماریزایی مرتبط بررسی کردهاند (7،8). با توجه به شیوع روزافزون بیوفیلمهای مقاوم به دارو و مقاومت آنها در برابر آنتیبیوتیکهای معمولی، نیاز فوری به ترکیبات طبیعی وجود دارد که میتوانند هم بهعنوان مهارکنندههای QS و هم بهعنوان مهارکنندههای بیوفیلم عمل کنند. امروزه محیطهای دریایی با تنوع گستردهای از ارگانیسمهایی شناخته شدهاند که ترکیبات زیستفعال مفید تولید میکنند. در میان آنها جلبکهای دریایی بهدلیل تنوع شیمیایی بسیار زیاد بهطور ویژهای شایان توجه قرار گرفتهاند. ترکیبات جلبکی پتانسیل بالقوهای در جهت کشف ترکیبات نوین ضدمیکروبی برای مقابله با عفونت باکتریایی و انتشار گسترده مقاومت میکروبی دارند (9). جلبکهای دریایی به تولید طیف وسیعی از متابولیتهای ثانویه متنوع معروفاند که شامل آلکالوئیدها، پلیفنلها، ترپنها، کربونیلها، پلیساکاریدهای سولفاته [3](SPs)، فلوروتانینها و استیلبنها هستند که بسیاری از آنها هالوژنهاند (10). این ترکیبات میتوانند بهعنوان عوامل ضدمیکروبی یا عوامل آنتیبیوفیلم جایگزین شوند. در میان ترکیبات جلبکی SPs کاربردهای متنوعی در مواد غذایی، سوخت، پزشکی، بیوتکنولوژی، صنایع دارویی و آرایشی و بهداشتی دارد (11). پلیساکاریدهای سولفاته مولکولهای آنیونی دارای ساختار خطی هستند که خواص ضدویروسی، ضدالتهاب، آنتیاکسیدان، تعدیلکنندة ایمنی، محافظتکنندة عصبی و پتانسیل ضدمیکروبی آنها شناخته شده است (12، 13). علاوه بر این، SPs فعالیت آنتیبیوفیلمی را در برابر بیوفیلمهای تشکیلشده توسط باکتریهای گرم مثبت و گرم منفی نشان داده است (14). با این حال، پتانسیل SPs بهعنوان یک مهارکنندة QS در مطالعات بررسی نشده است. هدف مطالعه حاضر بررسی خواص ضد کروم سنسینگ SPs استخراجشده از جلبک سبز اینترومورفا اینتستینالیس در برابر سودوموناس آئروژینوزا است. این ارزیابی شامل ارزیابی تأثیر SPs بر فنوتیپ وابسته به QS در باکتری سودوموناس آئروژینوزا و تشکیل بیوفیلم در این باکتری است. مواد و روشها جمعآوری جلبک دریایی سبز و استخراج پلیساکارید سولفاته جلبک سبز اینترومورفا اینتستینالیس از سواحل جنوبی دریای کاسپین (بابلسر-ایران) برداشت شد (عرض جغرافیایی:,41′, 54″ N 36 ͦ و طول جغرافیایی: E 52 ͦ , 33′ , 23″) و اصالت گیاهشناسی آن توسط کارشناسان دانشگاه فناوریهای نوین آمل تأیید شد. ابتدا جلبکهای دریایی چندین بار با آب شیرین، شسته و قسمتهای نکروزه، جدا و دور ریخته شدند و سپس در دمای اتاق خشک شدند. جلبکهای دریایی خشکشده با استفاده از آسیاب برقی پودر شدند. استخراج پلیساکاریدهای سولفاته از جلبکها با استفاده از روش سوزا و همکاران (2012) انجام شد. بهطور خلاصه، پودر جلبک با استفاده از 5/1 درصد وزنی آب در دمای 25 درجه سانتیگراد با همزدن مکانیکی به مدت 15 ساعت استخراج شد. مخلوط حاصل فیلتر شد تا بقایای جلبک دریایی، جمعآوری و مایع رویی دور ریخته شود. باقیمانده به مدت 45 دقیقه در دمای 90 درجه سانتیگراد تحت یک استخراج دوم با استفاده از آب با همزدن مکانیکی قرار گرفت. پس از سانتریفیوژ برای حذف هر گونه باقیمانده، روشناورهای حاصل با استفاده از اتانول (1:3 v/v) رسوب داده و سپس با خشککن انجمادی خشک و ذخیره شدند (15).
کشت باکتری سودوموناس آئروژینوزا ATCC 10145 از مرکز ذخایر زیستی ایران در تهران، ایران تهیه شد. میکروارگانیسم بهصورت کشت ذخیره در محلول گلیسرول 50 درصد (پارس آزما، ایران) در دمای 70- درجه سانتیگراد نگهداری شد. قبل از هر آزمایش، کشت منجمدشده در محیط LB مایع (سیگما، انگلستان) در دمای 37 درجه سانتیگراد و 150 دور در دقیقه به مدت 24 ساعت تا زمانی کشت داده شد که به 0.5 OD در 595 نانومتر (1 × 107CFU ml-1) رسید.
اثر همافزایی پلیساکاریدهای سولفاته با آنتیبیوتیک فعالیت ضدمیکروبی آنتیبیوتیک سفتازیدیم علیه سودوموناس آئروژینوزا با استفاده از روش ماکرو رقت ارزیابی شد. بهمنظور تعیین حداقل غلظتهای بازدارنده (MICs)، ابتدا آنتیبیوتیک در آب مقطر برای ایجاد غلظت 10000 میکروگرم بر میلیلیتر حل شد. سپس غلظت ذخیره پلیساکارید سولفاته (SPs) ازطریق یک فیلتر میلی پوره 22/0 میکرومتر فیلتر شد. رقتهای سریالی آنتیبیوتیک در محیط LB تهیه شد که از 1 تا 5000 میکروگرم در میلیلیتر متغیر بود. لولههای آزمایش با درپوش استریل با 100 میکرولیتر سوسپانسیون باکتریایی حاوی cfu/mL104 تلقیح شدند. علاوه بر این، 50 میکرولیتر از هر رقت در چاهکهایی به قطر 7 میلیمتر روی محیط کشت مولر-هینتون آگار قرار داده شد. سپس تمام لولهها و پلیتها در دمای 37 درجه سانتیگراد به مدت 18 تا 24 ساعت انکوبه شدند. کمترین غلظت آنتیبیوتیکی که منجر به رشد قابل مشاهدة باکتریها در لولهها یا نواحی مهاری در پلیتها نشان نداد بهترتیب بهعنوان MIC و MBC ثبت شد. برای آزمایش ترکیب عصاره SPs با سفتازیدیم از همان روشهایی استفاده شد که در بالا ذکر شد. در این مورد، 100 میکرولیتر سوسپانسیون باکتریایی و SPs بهطور جداگانه به رقتهای سریالی آنتیبیوتیک اضافه شد. یک بار دیگر، 50 میکرولیتر از هر رقت در چاهکهای حاوی محیط کشت مولر-هینتون آگار، منتقل و سپس در دمای 37 درجه سانتیگراد به مدت 24-18 ساعت انکوباسیون شد. کمترین غلظت آنتیبیوتیکی که به رشد قابل مشاهدة باکتریها در لولهها یا نواحی مهاری در پلیتها منجر نشد، بهترتیب بهعنوان MICو MBC در نظر گرفته شد (16).
مهار فاکتورهای حدت توسط SPs کمّیسازی پیوسیانین استخراج پیوسیانین در محیط سودوموناس براث (PB) با استفاده از روش توضیح دادهشده توسط کایس[4] و همکاران (2019) انجام شد. محیط PB شامل MgCl2 (4/1 گرم بر لیتر)، پپتون (20 گرم بر لیتر) و K2SO4 (10 گرم بر لیتر) بود (17). سودوموناس آئروژینوزا در محیط PB با غلظتهای مختلف SPs (5 و 10 میکروگرم بر میلیلیتر) به مدت 18 ساعت کشت شد. مایع رویی (5 میلیلیتر) از کشت یک شبه با کلروفرم (3 میلیلیتر) استخراج شد و فاز آلی حاصل با 2/0 نیتروژن هیدروکلراید (2/1 میلیلیتر) مجدداً استخراج شد. جذب فاز آبی صورتی در طول موج 520 نانومتر اندازهگیری شد. برای تعیین غلظت پیوسیانین، جذب در 072/17 ضرب شد (17).
ارزیابی رامنولیپید تولید رامنولیپید با استفاده از روش پلیت آگار آبی (Bap) و بهدنبال روش توضیح دادهشده توسط بهات[5] و همکاران (2015) انجام شد (18). تشخیص رامنولیپید با استفاده از محیط معدنی نمک آگار حاوی 2 درصد گلوکز، 05/0 درصد ستیل تریمتیل آمونیوم بروماید و 02/0 درصد متیلن بلو انجام شد. در هر تیمار از یک سوسپانسیون 5/0 مک فارلند تهیهشده از کشت باکتریایی 24 ساعته استفاده شد که SPs استریل در غلظتهای 5 و 10 میکروگرم بر لیتر به آن اضافه شد. سوراخهایی برای ایجاد چاههایی با قطر 4 میلیمتر روی صفحات متیلن بلو آگار استفاده شد که سپس با 30 میکرولیتر کشت تازه از جدایههای جداگانه بارگذاری شد. پلیتها در دمای 37 درجه سانتیگراد به مدت 48-72 ساعت انکوبه شدند. نتایج مثبت بهعنوان یک منطقه هاله آبی تیره در اطراف کشت، مشاهده و با استفاده از یک ترنسلومیناتور[6] در طول موج 365 نانومتر ارزیابی شد.
سنجش حرکت شنا باکتری روش کایس و همکاران (2019) برای ارزیابی مهار تحرک باکتری در صفحات آگار نرم استفاده شد (17). برای ارزیابی تحرک، صفحات آگار 5/0 درصد LB با غلظتهای مختلف SPs (5 و 10 میکروگرم بر میلیلیتر) تهیه شد. یک کشت 5 میکرولیتری در مرکز هر پلیت بهصورت نقطهای تلقیح شد که متعاقباً به مدت 18 ساعت انکوبه شد. علاوه بر این، تحرک با استفاده از صفحات آگار 3/0 درصد LB، بهدنبال همان روش ارزیابی شد. قطر منطقه ازدحامشده یا شناشده برحسب میلیمتر اندازهگیری و گزارش شد.
فعالیت اگزوپروتئاز فعالیت اگزوپروتئاز با استفاده از روش تجزیه آزوکازئین، براساس روش حسین و همکاران (2017) ارزیابی شد (19). سودوموناس آئروژینوزا با و بدون عصاره SPs (5 و 10 میکروگرم بر میلیلیتر) کشت داده شد. مایع رویی بدون سلول با سانتریفیوژ به دست آمد. سپس 100 میکرولیتر از مایع رویی با آزوکازئین 3/0 درصد (1000 میکرولیتر) در محلول 05/0 مولار Tris-HCl حاوی 5/0 میلیمولار CaCl2 در pH 5/7 مخلوط شد. مخلوط واکنش در دمای 37 درجه سانتیگراد به مدت 15 دقیقه، انکوبه و بهدنبال آن 500 میکرولیتر تریکلرواستیک اسید (10 درصد وزنی بر حجم) اضافه شد تا واکنش متوقف شود. پس از سانتریفیوژ در 12000 دور در دقیقه به مدت 10 دقیقه، چگالی نوری مایع رویی در 400 نانومتر اندازهگیری شد.
تشکیل بیوفیلم خواص ضدبیوفیلمی SPs با استفاده از روش میکروتیتر پلیت ارزیابی شد (17). باکتریهای کشتشده به مدت 12 ساعت به چاهکهای یک صفحه میکروتیتر 96 چاهی تلقیح شدند. SPs در غلظتهای 5 و 10 میکروگرم بر میلیلیتر استفاده شد؛ درحالیکه چاههای کنترل (کنترل منفی) بدون تیمار باقی ماندند. پس از انکوباسیون 24 ساعته، محیط آسپیره شد و چاهکها سه بار با بافر فسفات استریل شسته شدند. سپس محلول کریستال ویولت (1/0 درصد) به چاهکها، اضافه و به مدت 15 دقیقه انکوبه شد. رنگ اضافی با شستوشوی چاهکها حذف شد و بیوفیلمها در اتانول 90 درصد حل شدند. چگالی نوری بیوفیلمهای محلول در طول موج 620 نانومتر با استفاده از صفحهخوان میکروتیتر اندازهگیری شد. تجزیه و تحلیل آماری آزمایشها در سه تکرار انجام شدند. دادههای ارائهشده در این مطالعه نشاندهندة مقادیر میانگین با انحراف معیار است. تجزیه و تحلیل آماری با نرمافزار SPSS (نسخه 24) برای مقایسه گروه کنترل با گروههای تحت تیمار، با استفاده از آزمون آنالیز واریانس یکطرفه و آزمون t مستقل انجام شد. سطح معنیداری 05/0 برای تعیین معنیداری آماری استفاده شد.
نتایج فعالیت آنتیبیوتیکی SPs فعالیت ضدباکتریایی سفتازیدیم در برابر سودوموناس آئروژینوزا با MIC 970 میکروگرم بر میلیلیتر ضعیف بود. با این حال، هنگامی که با SPs ترکیب شد، سفتازیدیم فعالیت ضدباکتریایی قوی از خود نشان داد. MIC سفتازیدیم به 100 میکروگرم بر میلیلیتر کاهش یافت. نتایج مشابهی با استفاده از روش انتشار آگار به دست آمد که مناطق بازدارندگی به 30 میلیمتر از 80 میلیمتر رسید (جدول 1).
جدول 1. حداقل غلظتهای بازدارنده (MIC) سفتازیدیم در برابر سودوموناس آئروژینوزا ATCC 10145 در هر دو آزمایش لوله و پلیت، با و بدون افزودن پلیساکارید سولفاته استخراجشده (ردیف سوم جدول زیر نشاندهندة نتایج مربوط به جدول [7]CLSI برای گونه سودوموناس آئروژینوزا بوده است و گزارشی دربارة سویه مدنظر ما ارائه نشده است).
Table 1. Minimum inhibitory concentrations (MIC) of ceftazidime against Pseudomonas aeruginosa ATCC 10145 in both tube and plate tests, with and without the addition of the extracted sulfated polysaccharide (the third row of the table below shows the results related to the CLSI table for Pseudomonas aeruginosa species and no report has been provided about the strain we are looking for).
تأثیر SPs بر سیستم کروم سنسینگ نتایج نشان دادند تیمار باکتری سودوموناس آئروژینوزا با غلظتهای SPs 5 و 10 میکروگرم بر میلیلیتر منجر به کاهش معنیدار تولید پیوسیانین و رامنولیپید و همچنین کاهش تحرک شنا و فعالیت پروتئاز نسبت به گروه کنترل شد (P<0.05) (شکل 1). بیشترین کاهش در غلظت 100 میکروگرم بر میلیلیتر SPs مشاهده شد.
شکل 1. تأثیر غلظت های زیر MIC پلیساکاریدهای سولفاته استخراجشده از جلبک اینترومورفا اینتستینالیس (SPs) بر عوامل دخیل در کروم سنسینگ سودوموناس آئروژینوزا. (a): تولید پیوسیانین، (b): تولید رامنولیپید، (c): تحرک شنا، (d): فعالیت پروتئاز. تفاوت معنیداری بین گروهها با حروف مجزا مشخص شده است (P<0.05)(n=9). تیمار کنترل شامل محیط کشت و باکتری بوده است (کنترل منفی).
Figure 1. Effect of sub-MIC concentrations of sulfated polysaccharides extracted from the algae Enteromorpha intestinalis (SPs) on factors involved in quorum sensing of Pseudomonas aeruginosa. (a): pyocyanin production, (b): rhamnolipid production, (c): swimming motility, (d): protease activity. Significant differences between groups are indicated by separate letters (P<0.05) (n=9). The control treatment included culture medium and bacteria (negative control)
تأثیر SPs بر تشکیل بیوفیلم تیمار SPs با غلظت 5 میکروگرم بر میلیلیتر بهطور چشمگیری ظرفیت تشکیل بیوفیلم سودوموناس آئروژینوزا را مختل کرد و این اختلال با دوز 10 میکروگرم بر میلیلیتر باز هم افزایش یافت (شکل 2)؛ بنابراین، سبب کاهش چشمگیر در قابلیت تشکیل بیوفیلم شد (P<0.5) (شکل 2).
شکل 2. تأثیر غلظتهای زیر MIC پلیساکاریدهای سولفاته استخراجشده از جلبک اینترومورفا اینتستینالیس (SPs) بر تشکیل بیوفیلم در سودوموناس آئروژینوزا. تیمار کنترل شامل محیط کشت و باکتری بوده است (کنترل منفی).
Figure 2. Effect of sub-MIC concentrations of sulfated polysaccharides extracted from the alga Enteromorpha intestinalis (SPs) on biofilm formation in Pseudomonas aeruginosa. The control treatment included culture medium and bacteria (negative control).
بحث و نتیجهگیری در مطالعه حاضر، نتایج اثر همافزایی ترکیب پلیساکارید سولفاته استخراجشده از جلبک سبز و درمان آنتیبیوتیکی را نشان دادند که منجر به کاهش حداقل غلظت مهاری (MIC) در سودوموناس آئروژینوزا شد. این یافته اثر ضدمیکروبی پلیساکارید سولفاته را برجسته میکند. سفتازیدیم، یکی از اعضای گروه آنتیبیوتیکهای - β لاکتام بهطور گسترده بهعنوان یکی از مؤثرترین و بیخطرترین آنتیبیوتیکها شناخته شده است. این گروه شامل آنتیبیوتیکهای متعددی است که ساختار حلقه مشترک - β لاکتام دارند و میتوانند براساس معیارهای مختلف به پنج زیرگروه اصلی طبقهبندی شوند (20). نحوه عملکرد این آنتیبیوتیکها مهار سنتز دیواره سلولی، بهویژه تداخل در واکنش ترانس پپتیداسیون از طریق اتصال کووالانسی به محل هدف پروتئینهای متصلشونده به پنیسیلین (PBP) است و این اتصال درنهایت سنتز پپتیدوگلیکان را متوقف میکند و منجر به مرگ سلولی باکتریایی میشود (21). توجه به این نکته مهم است که آنتیبیوتیکهای - β لاکتام در برابر باکتریهایی مؤثرند که بهطور فعال، درحال رشد و در فرایند سنتز دیوارههای سلولی خود هستند (22). مطالعات پیشین انواع مختلفی از ترکیبات جلبک دریایی را کشف کردند که در طب سنتی و همچنین در علوم نوین داروسازی بهعنوان عواملی شناخته شدهاند که به درمان عفونتهای واقعی کمک میکنند (23). بسیاری از آنها اثربخشی خوبی در برابر پاتوژنهای مقاوم به آنتیبیوتیک دارند. نظیر نتایج مشاهدهشده در مطالعه حاضر، واویلا و ویشواکارما[viii] (2019) گزارش کردند SPs استخراجشده از جلبک میتواند فعالیت ضدمیکروبی قوی در برابر باکتریهای پاتوژن گرم مثبت و گرم منفی نشان دهد (14). مطالعات نشان دادند پلیساکاریدها بهطور چشمگیری استافیلوکوکوس، باسیلوس، پروتئوس و اشریشیا کولی را مهار میکنند و بهطور خاص، سودوموناس آئروژینوزا و باسیل فوزیفرم به پلیساکاریدها حساستر از بقیه باکتریها هستند (24). این حساسبودن به تفاوت در ساختار دیواره سلولی این باکتریها نسبت داده میشود؛ زیرا ترکیبات زیستفعال جلبکی توانایی نفوذ در غشاهای سلولی باکتریهای گرم مثبت را بیش از گرم منفیها دارند و این سبب گشادشدن منافذ غشایی و نشت بعدی ماکرومولکولهای داخل سلولی مانند پروتئین و اسید نوکلئوتید میشود که درنهایت منجر به مرگ سلولی میشود (25). در مطالعه حاضر، SPs بهطور مؤثری تولید پیوسیانین، رامنولیپیدها و پروتئاز را در سودوموناس آئروژینوزا، کاهش و همچنین تحرک شنا و تشکیل بیوفیلم را بهصورت وابسته به دوز کاهش داد. نظیر مشاهدات مطالعه حاضر، در مطالعه و همکاران (2020) گزارش کردند پلیساکاریدهای سولفاته استخراجشده از جلبک سبز کلامیدموناس ریناردتی[ix] توانستند سبب تضعیف سیستم QS و کاهش توید بیوفیلم در باکتریهای سالمونلا اینتریکا[x] و ویبریو هارویی[xi] شوند (25). بهطور مشابه، پلیساکاریدهای استخراجشده از لاروس نوبیلیس[xii] سبب مهار رشد و تشکیل بیوفیلم در باکتریهای اینتروکوکوس فکالیس، اشریشیا کولی، استافیلوکوکوس اپیدرمیس[xiii] و سودوموناس آئروژینوزا شد (26)؛ هرچند مطالعه کنونی روی سویه سودوموناس آئروژینوزاATCC 10145 صورت گرفته است و تعمیم آن به گونههای دیگر باکتریایی میتواند نتایج متفاوتی را ایجاد کند. مطالعات پیشین ثابت کردند باکتریها ازطریق فرایند ترکیب سلول-سلول، بیوفیلم را تشکیل میدهند؛ ارتباطی که بهعنوان سیستم کروم سنسینگ (QS) شناخته میشود (27). یکی از راهبردهای مبارزه با مقاومت آنتیبیوتیکی در باکتریهای پاتوژن، جلوگیری از عملکرد QS است. مهار سنتز فعالکنندههای QS سبب القای پروتئینهای تجزیهکننده در باکتریها میشود که نتیجة آن کاهش تولید اجزای بیوفیلم و آنزیمهای ویرولانس نظیر پروتئازها و و رنگدانهها نظیر پیوسیانین میشود (28). همچنین، مهار تولید آنزیمهای ویرولانس نظیر پروتئازها در باکتری میتواند از تخریب ایمونوگلوبولینها در میزبان جلوگیری کند و درنتیجه این امکان را فراهم میکند تا باکتری فرصتی برای فرار از مکانیسم دفاعی میزبان و ایجاد عفونت نداشته باشد (29). باکتریهای پاتوژن در ارتباطات جمعی یعنی در بیوفیلمها، بیماریزایی بسیار قویتری دارند. با توجه به این دلایل، QS نقش کلیدی در رفتار حدت و تشکیل بیوفیلم دارد؛ ازاینرو، هدف قرار دادن QS روشی امیدوارکننده برای مقابله با مشکل بیماریزایی است. هدف قرار دادن مکانیسمهای QS میتواند سیگنالینگهای مولکولی را تغییر دهد و سبب از بین رفتن مؤثر باکتریهای پاتوژن بهویژه باکتریهای مقاوم به درمانهای سنتی شود (25)؛ بنابراین، درمانهایی که QS را در باکتریها هدف قرار میدهند، بهطور بالقوه میتوانند ماندگاری طولانیتری داشته باشند و سبب کاهش توانایی باکتریها در تشکیل بیوفیلم بهعنوان حل چالش اساسی مقاومت آنتیبیوتیکی شوند (30). بهطور کلی نتایج مطالعه حاضر نشان دادند پلیساکاریدهای سولفاته استخراجشده از جلبک سبز بهطور بالقوه میتوانند بهعنوان یک عامل مفید در جهت کنترل بیماریزایی باکتری سودوموناس آئروژینوزا عمل کنند که با همافزایی با آنتیبیوتیکهای معمول و هدف قرار دادن QS سبب مهار رشد و تشکیل بیوفیلم در این باکتری میشود. نتایج نشان دادند SPs احتمالاً توانایی پیشگیری و درمان بیماریهای باکتریایی را دارند و با آزمایشات بیشتر، میتوانند بهعنوان درمان طبیعی برای ریشهکنی عفونتهای بیوفیلم باکتریایی جایگزین باکتری سودوموناس آئروژینوزا عمل کنند.
[1] Pseudomonas aeruginosa [2] Quorum sensing [3] Sulphated polysaccharides [4] Qais [5] Bhat [6] Transilluminator [7] Clinical and Laboratory Standards Institute [viii] Vavilala and Vishwakarma [ix] Chlamydomonas reinhardtii [x] Salmonella enteric [xi] Vibrio harveyi [xii] Laurus nobilis [xiii] Staphylococcus epidermidis | |||||||||||||||||
| مراجع | |||||||||||||||||
|
(1) Bassetti M, Vena A, Croxatto A, Righi E, Guery B. How to manage Pseudomonas aeruginosa infections. Drugs in context, 2018; 7. https://doi.org/10.7573/dic.212527 (2) Pires D, Sillankorva S, Faustino A, Azeredo J. Use of newly isolated phages for control of Pseudomonas aeruginosa PAO1 and ATCC 10145 biofilms. Research in microbiology, 2011; 162(8): 798-806. https://doi.org/10.1016/j.resmic.2011.06.010 (3) Al-Kafaween MA, Hilmi ABM, Jaffar N, Al-Jamal HA, Zahri MK, Jibril FI. Antibacterial and Antibiofilm activities of Malaysian Trigona honey against Pseudomonas aeruginosa ATCC 10145 and Streptococcus pyogenes ATCC 19615. Jordan Journal of Biological Sciences, 2020; 13(1). https://jjbs.hu.edu.jo/files/vol13/n1/Binder13n1.pdf#page=83 (4) Ivanova K, Fernandes MM, Mendoza E, Tzanov T. Enzyme multilayer coatings inhibit Pseudomonas aeruginosa biofilm formation on urinary catheters. Applied microbiology and biotechnology, 2015; 99: 4373-85. https://doi.org/10.1007/s00253-015-6378-7 (5) Moura-Alves P, Puyskens A, Stinn A, Klemm M, Guhlich-Bornhof U, Dorhoi A, et al. Host monitoring of quorum sensing during Pseudomonas aeruginosa infection. Science, 2019; 366(6472): eaaw1629. https://doi.org/10.1126/science.aaw1629 (6) Chadha J, Harjai K, Chhibber S. Revisiting the virulence hallmarks of Pseudomonas aeruginosa: a chronicle through the perspective of quorum sensing. Environmental Microbiology, 2022; 24(6): 2630-56. https://doi.org/10.1111/1462-2920.15784 (7) Aleksić I, Šegan S, Andric F, Zlatović M, Moric I, Opsenica DM, et al. Long-chain 4-aminoquinolines as quorum sensing inhibitors in Serratia marcescens and Pseudomonas aeruginosa. ACS Chemical Biology, 2017; 12(5): 1425-34. https://doi.org/10.1021/acschembio.6b01149 (8) Gökalsın B, Aksoydan B, Erman B, Sesal NC. Reducing virulence and biofilm of Pseudomonas aeruginosa by potential quorum sensing inhibitor carotenoid: zeaxanthin. Microbial ecology, 2017; 74: 466-73. https://doi.org/10.1007/s00248-017-0949-3 (9) Busetti A, Thompson TP, Tegazzini D, Megaw J, Maggs CA, Gilmore BF. Antibiofilm activity of the brown alga Halidrys siliquosa against clinically relevant human pathogens. Marine drugs, 2015; 13(6): 3581-605. https://doi.org/10.3390/md13063581 (10) Surendhiran D, Li C, Cui H, Lin L. Marine algae as efficacious bioresources housing antimicrobial compounds for preserving foods-A review. International Journal of Food Microbiology, 2021; 358: 109416. https://doi.org/10.1016/j.ijfoodmicro.2021.109416 (11) Seedevi P, Moovendhan M, Viramani S, Shanmugam A. Bioactive potential and structural chracterization of sulfated polysaccharide from seaweed (Gracilaria corticata). Carbohydrate polymers, 2017; 155: 516-24. https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2016.09.011 (12) Arokiarajan MS, Thirunavukkarasu R, Joseph J, Ekaterina O, Aruni W. Advance research in biomedical applications on marine sulfated polysaccharide. International Journal of Biological Macromolecules, 2022; 194: 870-81. https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2021.11.142 (13) Liyanage N, Nagahawatta D, Jayawardena TU, Sanjeewa KKA, Jayawrdhana H, Kim J-I, et al. Sulfated Polysaccharides from Seaweeds: A Promising Strategy for Combatting Viral Diseases—A Review. Marine Drugs, 2023; 21(9): 461. https://doi.org/10.3390/md21090461 (14) Vishwakarma J, Vavilala SL. Evaluating the antibacterial and antibiofilm potential of sulphated polysaccharides extracted from green algae Chlamydomonas reinhardtii. Journal of Applied Microbiology, 2019; 127(4): 1004-17. https://doi.org/10.1111/jam.14364 (15) Souza BW, Cerqueira MA, Bourbon AI, Pinheiro AC, Martins JT, Teixeira JA, et al. Chemical characterization and antioxidant activity of sulfated polysaccharide from the red seaweed Gracilaria birdiae. Food Hydrocolloids, 2012; 27(2): 287-92. https://doi.org/10.1016/j.foodhyd.2011.10.005 (16) Muslim SN, Kadmy IMA, Ali ANM, Salman BK, Ahmad M, Khazaal SS, et al. Chitosan extracted from Aspergillus flavus shows synergistic effect, eases quorum sensing mediated virulence factors and biofilm against nosocomial pathogen Pseudomonas aeruginosa. International journal of biological macromolecules, 2018; 107: 52-8. https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2017.08.146 (17) Qais FA, Khan MS, Ahmad I. Broad-spectrum quorum sensing and biofilm inhibition by green tea against gram-negative pathogenic bacteria: Deciphering the role of phytocompounds through molecular modelling. J Microbial pathogenesis, 2019; 126: 379-92. https://doi.org/10.1016/j.micpath.2018.11.030 (18) Bhat R, Dayamani K, Hathwar S, Hegde R, Kush A. Exploration on production of rhamnolipid biosurfactants using native Pseudomonas aeruginosa strains. Journal of BioScience & Biotechnology, 2015; 4(2). https://www.cabidigitallibrary.org/doi/full/10.5555/20153309642 (19) Husain FM, Ahmad I, Al-Thubiani AS, Abulreesh HH, AlHazza IM, Aqil F. Leaf extracts of Mangifera indica L. inhibit quorum sensing–regulated production of virulence factors and biofilm in test bacteria. J Frontiers in Microbiology, 2017; 8: 727. https://doi.org/10.3389/fmicb.2017.00727 (20) Brooks GF, Carroll KC, Butel JS, Morse SA, Mietzner TA. Microbiologia Médica de Jawetz, Melnick & Adelberg-26: AMGH Editora; 2014. (21) Guilfoile P, Alcamo IE. Antibiotic-resistant bacteria. Infobase Publishing; 2007. (22) Drlica K, Fong IW. Antimicrobial Resistance and Implications for the Twenty-first Century. Springer; 2008. (23) Mbosso EJT, Ngouela S, Nguedia JCA, Beng VP, Rohmer M, Tsamo E. In vitro antimicrobial activity of extracts and compounds of some selected medicinal plants from Cameroon. Journal of ethnopharmacology, 2010; 128(2): 476-81. https://doi.org/10.1016/j.jep.2010.01.017 (24) Pierre G, Sopena V, Juin C, Mastouri A, Graber M, Maugard T. Antibacterial activity of a sulfated galactan extracted from the marine alga Chaetomorpha aerea against Staphylococcus aureus. Biotechnology and Bioprocess Engineering, 2011; 16: 937-45. https://doi.org/10.1007/s12257-011-0224-2 (25) Vishwakarma J, VL S. Unraveling the anti-biofilm potential of green algal sulfated polysaccharides against Salmonella enterica and Vibrio harveyi. Applied Microbiology and Biotechnology, 2020; 104: 6299-314. https://doi.org/10.1007/s00253-020-10653-5 (26) Chmit M, Kanaan H, Habib J, Abbass M, Mcheik A, Chokr A. Antibacterial and antibiofilm activities of polysaccharides, essential oil, and fatty oil extracted from Laurus nobilis growing in Lebanon. Asian Pacific Journal of Tropical Medicine, 2014; 7: S546-S52. https://doi.org/10.1016/S1995-7645(14)60288-1 (27) Paluch E, Rewak-Soroczyńska J, Jędrusik I, Mazurkiewicz E, Jermakow K. Prevention of biofilm formation by quorum quenching. Applied Microbiology and Biotechnology, 2020; 104: 1871-1881. https://doi.org/10.1007/s00253-020-10349-w (28) García‐Lara B, Saucedo‐Mora M, Roldán‐Sánchez J, Pérez‐Eretza B, Ramasamy M, Lee J, et al. Inhibition of quorum‐sensing‐dependent virulence factors and biofilm formation of clinical and environmental Pseudomonas aeruginosa strains by ZnO nanoparticles. Letters in applied microbiology, 2015; 61(3): 299-305. https://doi.org/10.1111/lam.12456 (29) Aravindraja C, Valliammai A, Viszwapriya D, Pandian SK. Quorum sensing mediated virulence inhibition of an opportunistic human pathogen Serratia marcescens from unexplored marine sediment of Palk Bay through function driven metagenomic approach. 2017. https://nopr.niscpr.res.in/handle/123456789/42350 (30) Rutherford ST, Bassler BL. Bacterial quorum sensing: its role in virulence and possibilities for its control. Cold Spring Harbor perspectives in medicine, 2012; 2(11): a012427. https://doi.org/10.1101/cshperspect.a012427 | |||||||||||||||||
|
آمار تعداد مشاهده مقاله: 403 تعداد دریافت فایل اصل مقاله: 252 |
|||||||||||||||||