تعداد نشریات | 43 |
تعداد شمارهها | 1,663 |
تعداد مقالات | 13,583 |
تعداد مشاهده مقاله | 31,265,986 |
تعداد دریافت فایل اصل مقاله | 12,313,147 |
کاربرد نانولوله های کربنی در بیوسنسور فنل بر پایه سلولهای باکتریایی | ||
زیست شناسی میکروبی | ||
مقاله 16، دوره 8، شماره 32، دی 1398، صفحه 165-176 اصل مقاله (618.16 K) | ||
نوع مقاله: پژوهشی- انگلیسی | ||
شناسه دیجیتال (DOI): 10.22108/bjm.2019.117317.1203 | ||
نویسندگان | ||
نرجس کلاه چی1؛ غلامحسین ابراهیمی پور* 2؛ سید امید رعنائی سیادت3؛ نیکول جافرزیک-رنو4 | ||
1گروه میکروبیولوژی و بیوتکنولوژی میکربی، دانشکده علوم زیستی و بیوتکنولوژی، دانشگاه شهیدبهشتی، تهران، ایران | ||
2عضو هیئت علمی (دانشیار) گروه میکروبیولوژی و زیست فناوری میکروبی، دانشکده علوم وفناوری زیستی ، دانشگاه شهید بهشتی، تهران، ایران | ||
3دانشیارگروه بیوتکنولوژی، دانشکده ی مهندسی انرژی و فناوری های نوین، دانشگاه شهید بهشتی، تهران، ایران | ||
4موسسه علوم آنالیز ، دانشگاه لیون، لیون، فرانسه | ||
چکیده | ||
مقدمه: در سالهای اخیرتکنیکهای تشخیصی الکتروشیمیایی به دلیل سادگی، سرعت و مقرون به صرفه بودن روشهایی نویدبخش به شمار می روند. تاکنون، تعدادی بیوسنسور الکتروشیمیایی، بر پایه آنزیم و یا میکروارگانیسمها برای تشخیص فنل، به عنوان یک آلاینده مقدماتی که در لیست آژانس حفاظت محیط زیست ایالات متحده قرار دارد، ساخته شده است. نانولوله های کربنی به دلیل خواصی چون هدایت الکتریکی بالا، ثبات شیمیایی و استحکام مکانیکی بالا به عنوان موادی موثر و جذاب در این مطالعات به شمار می روند. پژوهش حاضر شامل بررسی یک بیوسنسور هدایت سنجی حساس و سریع بر پایه سلولهای میکربی سودوموناس.GSN23 و نانولوله های کربنی می باشد. مواد و روشها: سلولهای میکربی سودوموناس.GSN23 در حضور فنل به عنوان تنها منبع کربن و انرژی رشد داده شده و سلولهای آداپته شده با این سوبسترا بر روی سطح میکروالکترودهای مرکب طلا تثبیت گردیدند. میکروالکترودهای اصلاح شده با نانو لوله های کربنی نیز تهیه گردیده تا میزان تاثیر آنها بر روی بیوستسور طراحی شده سنجیده شود. نتایج: بنابر نتایج بدست آمده در بررسی های هدایت سنجی، سنجش حساس فنل در محدوده 1 تا 300 میلی گرم در لیتر(10 تا 3187 میکرومولار) تخمین زده شد. اختصاصیت سوبسترا و پایداری بیوسنسور نیز موردبررسی قرار گرفت. بحث و نتیجه گیری: سیستم پیشنهادی در این پژوهش نیازمند روشهای پیچیده تثبیت نبوده ، دارای نمودار خطی نسبت به افزایش غلظت فنل، تکرارپذیری و ثبات بالا را دارا می باشد. کاربرد میزان مناسب از نانولوله های کربنی و باکتری های آداپته شده به سوبسترای فنل حساسیت و انتقال مناسب تر یونها را در ساختار بیونسور فراهم می سازد. | ||
کلیدواژهها | ||
نانو لوله کربنی؛ میکروالکترودهای مرکب؛ فنل؛ سودوموناس؛ بیوسنسور سلولی | ||
اصل مقاله | ||
Introduction. Materials and Methods
Results
Analytical Characteristics of Biosensor supported Pseudomonas sp. (GSN23): First, different biosensors including MWCNT (diameter; 110-170 nm, length; 5-9 µm) and Pseudomonas sp. GSN23 (12×108 cell titer) were prepared and rather high responses for phenol were determined with 0.1 mg/ml MWCNT, compared to MWCNT- free biosensors.
Fig. 5- Representation of designed biosensor long term storage stability. The electrodes were stored at 4◦C in presence of phenol vapor. Three measurements were performed at room temperature for 300 mg L-1(3187 µM) Substrate Specificities: Table 1 demonstrates the biosensor responses to various phenolic substrates with respect to the response to phenol (100%). The results indicted the highest sensitivity to phenol for all types of biosensors. Additionally, relative responses for ƿ-nitrophenol and bisphenol-A were 19% and 16 %, respectively, although no response was specified within the higher concentration of these compounds (more than 80 mg.L-1, 850 µM). Table 1- Substrate Specificity of Pseudomonas-based Biosensor Discussion and Conclusions Acknowledgments | ||
مراجع | ||
References (1) Busca G., Berardinelli S., Resini C., Arrighi L. Technologies for the removal of phenol from fluid streams: A short review of recent developments. Journal of Hazardous Materials 2008; 160 (2-3): 265-288. (2) Hooived M., Heederik DJJ., Kogevinas M., Boffetta P., Needham LL., Patterson DG., Bueno-de-Mesquita HB. Second follow-up of a dutch cohort occupationally exposed to phenoxy herbicides, chlorophenols, and contaminants. American Journal of Epidemiology 1998; 147 (9): 891–899. (3) Zhang T., Chen X., Liang P., Liu C. Determination of phenolic compounds in wastewater by liquid-phase microextraction coupled with gas chromatography. Journal of Chromatographic Science 2006; 44 (10): 619-624. (4) Riedel K., Beyersdorf-Radeck B., Neumann B., Schaller F. Microbial sensors for determination of aromatics and their chloro derivatives. Part II1: determination of chlorinated phenols using a biosensor containing Trichosporonbeigelii (cutaneum). Applied Microbiology and Biotechnology 1995 ; 43 (1): 7–9. (5) Jaffrezic-Renault N., Dzyadevych SV. Conductometric Microbiosensors for Environmental Monitoring. Sensors 2008; 8(4): 2569-2588. (6) Balasubramanian K., Burghard M. Biosensors based on carbon nanotubes. Analytical and Bioanalytical Chemistry 2006; 385 (3): 452–468. (7) Kırgöz ÜA., Odacı D., Timur S., Merkoçi A., Pazarlıoğlu N., Telefoncu A., Alegret S. Graphite epoxy composite electrodes modified with bacterial cells. Biochemistry 2006; 69 (1): 128-131. (8) Timur S., Anik U., Odaci D., Gorton L. Development of a microbial biosensor based on carbon nanotube (CNT) modified electrodes. International Journal of Electronics and Communications 2007; 9: 1810-1815. (9) Rivas G., Rubianes M., C Rodr´ıguez MF. Ferreyra N., Luque GL., Pedano M., A Miscoria S. Carbon nanotubes for electrochemical biosensing. Talanta 2007; 74 (3): 291–307. (10) Nafian F., Gharavi S., Soudi MR. Degenerate primers as biomarker for gene-targeted metagenomics of the catechol 1, 2-dioxygenase-encoding gene in microbial populations of petroleum-contaminated environments. Annals of Microbiology 2016; 66 (3): 1127-1136. (11) Soudi MR., KolahchiN. Bioremediation potential of a phenol degrading bacterium, Rhodococcus erythropolis SKO-1. Progress in Biological Sciences 2011; 1 (1): 31-40. (12) Kumar A., Kumar S., Kumar S. Biodegradation kinetics of phenol and catechol using Pseudomonas putida MTCC 1194. Biochemical Engineering 2005; 22 (2): 151-159. (13) Greenberg AE., Eaton AD. Standard methods for the examination of water and wastewater, 20th ed. 1998. (Washington, DC, USA: APHA) (14) Braiek M., Djebbi MA., Chateaux JF., Jaffrezic-Renault N. A conductometric sensor for potassium detection in whole blood. Sensors & Actuators, B: Chemical 2016 ; 235: 27-32 (15) Hnaien M., Lagard F., Bausells J., Errachid A., Jaffrezic-Renault N. A new bacterial biosensor for trichloroethylene detection based on a three-dimensional carbon nanotubes bioarchitecture. Analytical and Bioanalytical Chemistry 2011;400 (4): 1083-92. (16) Chouteau C., Dzyadevych S., Chovelon JM., Durrieu C. Development of novel conductometric biosensors based on immobilized whole cell Chlorella vulgaris microalgae. Biosensors & Bioelectronics 2004; 19 (9): 1089–1096. (17) Timur S., Seta Della L., Pazarlioglu N., Pilloton R., Telefoncu A. Screen printed graphite biosensors based on bacterial cells. Process Biochemistry 2004; 39: 1325-1329. (18) Tekaya N., Saiapina O., Ben Ouada H., Lagarde F., Ben Ouda H., Jaffrezic-Renault N. Ultra-Sensitive conductometric detection of pesticides based on inhibition of esterase activity in Arthrospira platensis. Environmental Pollution 2013 ;178: 182-188. (19) Powlowski J., Shingler V. Genetics and biochemistry of phenol degradation by Pseudomonas sp. CF600. Biodegradation 1994; 5 (3-4): 219-236. (20) Gonzáles G., Herrera GMT., García MT., Peña M. Biodegradation of phenolic industrial wastewater in a fluidized bed bioreactor with immobilized cells of Pseudomonas putida. Bioresource Technology 2001; 80 (2): 137-142. (21) Kulkarni M., Chaudhari A. Biodegradation of pnitrophenol by P. putida. Bioresource Technology 2006; 97 (8): 982-988. (22) Afzal M., Iqbal S., Rauf S., Khalid ZM. Characteristics of phenol biodegradation in saline solutions by monocultures of Pseudomonas aeruginosa and Pseudomonas pseudomallei. Journal of Hazardous Materials 2007; 149 (1): 60-66. (23) Yang C., Lee C. Enrichment, isolation, and characterization of phenol degrading Pseudomonas resinovorans strain P-1 and Brevibacillus sp. strain P-6. International Biodeterioration and Biodegradation 2007; 59 (3): 206-210 . (24) Kotresha D., Vidyasagar GM. Isolation and characterization of phenol degrading Pseudomonas aeruginosa MTCC 4996. World Journal of Microbiology and Biotechnology 2008; 24 (4): 541-547. (25) Saravanan P., Pakshirajan K., Saha P. Biodegradation of phenol and m-cresol in a batch and fed batch operated internal loop airlift bioreactor by indigenous mixed microbial culture predominantly Pseudomonas sp. Bioresource Technology 2008; 99 (18): 8553-8558. (26) Pérez RR., Benito GG., Miranda MP. Chlorophenol degradation by Phanerochaete chrysosporium. Bioresource Technology 1997; 60 (3): 207-213. (27) Margesin R., Fonteyne PA., Redl B. Lowtemperature biodegradation of high amounts of phenol by Rhodococcus spp. and basidiomycetous yeasts. Research in Microbiology 2005;156 (1): 68–75. (28) Yan J., Jianping W., Jing B., Daoquan W., Zongding H. Phenol biodegradation by the yeast Candida tropicalis in the presence of m-cresol. Biochemical Engineering Journal 2006; 29 (3): 227-234. (29) Hu Z., Wu YR., Lin BK., Maskaoui K., Zhuang DH., Zheng TL. Isolation and characterization of two phenol degrading yeast strains from marine sediment. Bulletin of Environmental Contamination and Toxicology 2006;76 (6): 899-906. (30) Arutchelvan V., Kanakasabai V., Elangovan R., Nagarajan S., Muralikrishnan V. Kinetics of high strength phenol degradation using Bacillus brevis. Journal of Hazardous Materials 2006; 129 (1-3): 216-222. (31) Banerjee A., Ghoshal AK. Isolation and characterization of hyper phenol tolerant Bacillus sp. from oil refinery and exploration sites. Journal of Hazardous Materials 2010; 176 (1-3): 85-91. (32) Kuang Y., Zhou Y., Chen Z., Meghraj M., Naidu R. Impact of Fe and Ni/Fe nanoparticles on biodegradation of phenol by the strain Bacillus fusiformis (BFN) at various pH values Bioresource Technology 2013; 136, 588-594. (33) Leitão AL., Duarte MP., Oliveira J. Degradation of phenol by a halotolerant strain of Penicillium chrysogenum. International Biodeterioration and Biodegradation 2007; 59: 220-225. (34) Adav SS., Chen MY., Lee DJ., Ren NQ. Degradation of phenol by Acinetobacter strain isolated from aerobic granules Chemosphere. Chemosphere 2007; 67 (1): 1566-1572. (35) Jiang M., Braiek M., Farre C., Bonhomme A., Chaix C., Chateaux JF., Zhang A., Jaffrezic-Renault, N. Effect of perfluorinated-hexaethylene glycol functionalization of gold nanoparticles on the enhancement of the response of an enzymatic conductometric biosensor for urea detection, Current biotechnology 2015; 1 (2): 110-115. (36) Nair IC., Jayachandran K., Shashidhar S. Treatment of paper factory effluent using a phenol degrading Alcaligenes sp. under free and immobilized conditions. Bioresource Technology 2007; 98 (3): 714–716. (37) Heipieper HJ., Meinhardt F., Segura A. The cis-trans isomerase of unsaturated fatty acids in Pseudomonas and Vibrio: biochemistry, molecular biology and physiological function of a unique stress adaptive mechanism. FEMS Microbiology Letters 2003; 229 (1) : 1-7. (38) Skla´dal P., Morozova NO., Reshetilov AN. Amperometric biosensors for detection of phenol using chemically modified electrodes containing immobilized bacteria. Biosensor Bioelectronic 2002; 17 (10): 867-873. (39) Riedel K., Hensel J., Rothe S., Neumann B., Scheller F. Microbial sensors for determination of aromatics and their chloro derivatives. Applied Microbiology and Biotechnology 1993; 502-506. (40) Lei Yu., Mulchandani P., Chen W., Wang J., Mulchandani A. A microbial biosensor for p-nitrophenol using Arthrobacter Sp. Electroanalysis 2003; 15, 1160–1164. (41) Mulchandani P., Hangarter CM., Lei Y., Chen W., Mulchandani A. Amperometric microbial biosensor for p-nitrophenol using Moraxella sp.-modified carbon paste electrode. Biosensor Bioelectronic 2005; 15; 21 (3): 523-7. | ||
آمار تعداد مشاهده مقاله: 1,071 تعداد دریافت فایل اصل مقاله: 787 |