پیوندهای مفید
اخبار و اعلانات
آمار
| تعداد نشریات | 43 |
| تعداد شماره‌ها | 1,706 |
| تعداد مقالات | 13,973 |
| تعداد مشاهده مقاله | 33,598,222 |
| تعداد دریافت فایل اصل مقاله | 13,323,647 |
جداسازی و شناسایی باکتری‌های نمک- قلیادوست تجزیه کننده فنل و ارزیابی عملکرد آن ها | ||||||||||||||||||||||||||||||||
| زیست شناسی میکروبی | ||||||||||||||||||||||||||||||||
| مقاله 4، دوره 4، شماره 14، شهریور 1394، صفحه 25-36 اصل مقاله (426.63 K) | ||||||||||||||||||||||||||||||||
| نوع مقاله: پژوهشی- فارسی | ||||||||||||||||||||||||||||||||
| نویسندگان | ||||||||||||||||||||||||||||||||
| نرگس ابویسانی1؛ محمدعلی آموزگار* 2؛ سید محمدمهدی دستغیب3 | ||||||||||||||||||||||||||||||||
| 1کارشناس ارشد بیوتکنولوژی میکروبی، دانشگاه تهران، ایران | ||||||||||||||||||||||||||||||||
| 2دانشیار میکروبیولوژی، دانشگاه تهران، ایران | ||||||||||||||||||||||||||||||||
| 3استادیار بیوتکنولوژی، پژوهشگاه صنعت نفت، ایران | ||||||||||||||||||||||||||||||||
| چکیده | ||||||||||||||||||||||||||||||||
| مقدمه: ترکیبات فنلی جزو سمی‌ترین آلاینده‌های محیط زیست به شمار می‌آیند. بنابراین، وجود این ترکیبات در پساب‌های صنعتی مشکل بزرگی محسوب می‌شود. تجزیه زیستی فنل روشی است که می‌تواند جایگزین روش‌های فیزیکی- شیمیایی مرسوم شود. هدف از این مطالعه جداسازی میکروارگانیسم‌های نمک- قلیادوست تجزیه کننده فنل به منظور حذف این ترکیب از پساب‌های صنعتی با شرایط شور و قلیایی است. مواد و روش‌ها: نمونهبرداری از خاک و آب‌های آلوده به ترکیبات نفتی انجام شد. بعد از غنی‌سازی نمونه‌ها در محیط پایه معدنی دارای فنل به عنوان تنها منبع کربن و انرژی، کنسرسیوم میکروبی به دست آمده خالصسازی شد. سویه‌های تجزیه کننده فنل شناسایی مولکولی شدند. بهترین سویه انتخاب و شرایط رشد آن در حضور فنل بهینهسازی شد. نتایج: سه سویه تجزیهکننده فنل متعلق به جنس‌های باکتریایی Halomonas، Janibacter و Pseudomonas از نمونه‌های آب مخزن جداسازی و شناسایی شد. در این میان سویه YF3 با 92/98 درصد شباهت به Janibacter cremeus به علت سرعت رشد بالاتر در محیط پایه معدنی دارای فنل به عنوان سویه برتر شناسایی شد. این سویه کوکوس گرم مثبت با محدوده تحمل سدیم کلراید 1 تا 10 درصد و بهینه غلظت 5 درصد است. بحث و نتیجه گیری: YF3 قادر به رشد در شرایط قلیایی با اسیدتیه 5/9 و بهینه غلظت فنل 400 میلی‌گرم بر لیتر است. بیش‌ترین رشد این سویه در دمای 30 درجه سانتیگراد و در حضور نمک سدیم نیترات به عنوان منبع نیتروژن است. دامنه تحمل شرایط سخت برای این سویه نمک- قلیادوست از نظر اسیدیته و غلظت فنل به ترتیب 5/6 تا 5/9 و 1000 میلی‌گرم بر لیتر بود که نشاندهنده پتانسیل بالای این سویه اکستریموفیل، در حذف فنل است و می‌تواند به عنوان سویهای کاربردی در حذف ترکیبات فنلی از پساب‌های شور و قلیایی استفاده شود. | ||||||||||||||||||||||||||||||||
| کلیدواژه‌ها | ||||||||||||||||||||||||||||||||
| پساب‌های صنعتی؛ نمک- قلیادوست؛ تجزیه زیستی؛ ترکیبات فنلی؛ نمک؛ قلیادوست؛ Janibacter | ||||||||||||||||||||||||||||||||
| اصل مقاله | ||||||||||||||||||||||||||||||||
|
مقدمه آلاینده‌های محیطی با اثرات سمی خود بر روی ارگانیسم‌های زنده، اکوسیستم‌ها را تحت تأثیر قرار می‌دهند. در میان این آلاینده‌ها، ترکیبات آروماتیک به علت پایداری ترمودینامیکی بالای حلقه بنزنی یکی از بزرگ‌ترین مشکلات زیست محیطی به شمار می‌آیند (1). یکی از این ترکیبات آروماتیک فنل است که طبق گزارش آژانس حفاظت محیط زیست آمریکا در گروه سمی‌ترین آلاینده‌ها قرار می‌گیرد (2). پساب‌های تولید شده از سوخت‌های فسیلی، پالایشگاه‌ها، صنایع داروسازی، کارخانه‌های رنگسازی و حشرهکشها مهم‌ترین منابع برای تولید آلودگی‌های فنلی هستند (3). روش‌های فیزیکی- شیمیایی حذف فنل شامل: اکسیداسیون شیمیایی، جذب کربن فعال، استخراج با حلال و تجزیه فتوکاتالیستی است که انجام این روش‌ها با مشکلاتی روبروست (3- 4). این روش‌ها هزینه زیادی در بر دارند و با انجام آن‌ها معمولا فنل به محیطی دیگر منتقل شده یا به مادهای با سمیت کمتر تبدیل می‌شود که خود به عنوان یک آلاینده شناخته می‌شود. اما تجزیه زیستی فنل روشی است که علاوه بر سازگاری با محیط زیست و هزینه پایین، به علت تجزیه کامل فنل به مواد معدنی (آب و دی اکسید کربن) بر سایر روش‌ها ترجیح داده می‌شود (5- 6). تجزیه زیستی فرآیندی است که بسیاری از عاملهای زیستی و غیرزیستی بر روی آن تأثیر می‌گذارند. عاملهای زیادی وجود دارد که با جلوگیری و یا تحریک رشد میکروارگانیسم می‌تواند بر روی توانایی تجزیه یا متابولیسم آن تأثیرگذار باشد. این عاملها شامل: دما، اسیدیته، غلظت سوبسترا، ویژگی‌های فیزیکی آلاینده و میزان اکسیژن و دسترسی به آن است (7). مطالعات زیادی در زمینه تجزیه زیستی فنل انجام شده است. یکی از باکتری‌های مهم در زمینه تجزیه زیستی فنل Pseudomonas putida است که تاکنون گزارش‌های متعددی درباره تجزیه فنل توسط این باکتری در شرایط مختلف از جمله حالت تثبیت شده و یا در بیورآکتورهای متفاوت ارائه شده است (8- 10). بیش‌ترین غلظتی که این باکتری توانایی تجزیه آن را داراست، 1000 میلی‌گرم در لیتر گزارش شده است (11). باکتری‌های دیگری از جمله جنس‌های Halomonas، Acinetobacter، Alcaligenes و Ewingella در رابطه با تجزیه زیستی فنل گزارش شده‌اند. پساب‌های صنعتی شور و قلیایی که دارای فنل هستند، به علت شرایط فیزیکی خاص آن‌ها یکی از مشکلات صنایع برای تصفیه زیستی هستند. یکی از انواع این پساب‌ها که در حین تصفیه نفت خام تولید می‌شود، اسپنت کاستیک[1] نامیده می‌شود (12). شرایط اکستریم موجود در این پساب‌ها، می‌تواند باعث مرگ یا مهار رشد سویه‌های غیر اکستریم شود. هدف این مطالعه، تجزیه زیستی فنل در شرایط اکستریم است که به این منظور جداسازی، شناسایی و بررسی شرایط رشد میکروارگانیسم‌های نمک-قلیادوست[2] تجزیه کننده فنل در دستور کار قرار گرفت تا با کمک آن‌ها بتوان پساب‌های صنعتی شور-قلیایی را تصفیه کرد.
. مواد و روش ها به منظور جداسازی سویه‌های نمک- قلیادوست تجزیه کننده فنل نمونهگیری از خاک‌های شور و آلوده به نفت پالایشگاه تهران، خاک‌های شور قم، خاک‌های شور و آلوده به نفت جزیره خارک و آب مخزن میدان نفتی یادآوران انجام شد. نمونه‌ها در شرایط استریل به آزمایشگاه منتقل و در دمای 4 درجه سانتیگراد نگه‌داری شدند. میزان شوری، TDS و اسیدیته نمونه‌ها توسط دستگاه مالتی‌متر MettlerToledo اندازهگیری شد. غنی‌سازی نمونه‌ها بر روی محیط پایه معدنی که فنل به عنوان تنها منبع کربن و انرژی به آن افزوده شد، انجام شد (13). درصد شوری محیط 5 درصد و اسیدیته محیط کشت بر روی 5/8 تنظیم شد. این محیط پایه معدنی شامل مونوپتاسیم فسفات 1 گرم در لیتر، دی آمونیوم هیدروژن فسفات 1 گرم درلیتر، پتاسیم نیترات 1 گرم درلیتر، منیزیم سولفات 2/0 گرم درلیتر و فریک کلرید 05/0 گرم درلیتر بود. فنل به عنوان تنها منبع کربن به میزان 200 میلی‌گرم در لیتر افزوده شد. جداسازی کشت مخلوط میکروبی: یک گرم از نمونه‌های خاک و آب مناطق مختلف، در ارلن 100 میلیلیتری با 20 میلیلیترمحیط کشت حاوی 200 میلی‌گرم در لیتر فنل به مدت دو روز در دمای 30 درجه سانتیگراد و دور شیکر rpm 150 انکوبه شد. بعد از 2 روز مخلوطسازی،200 میکرولیتر از محیط اولیه به محیط جدید منتقل شد و به مدت یک هفته در دمای 30 درجه سانتیگراد و دور شیکر rpm 150 گرمخانهگذاری شد. پاساژ دادن نمونه‌ها در محیط حاوی فنل تا 5 دور انجام شد. در نهایت، محیط‌هایی که رشد میکروبی مشخص در آن‌ها مشاهده شد، برای جداسازی سویه‌های خالص از کشت مخلوط میکروبی تجزیه کننده فنل انتخاب شدند. خالصسازی: برای جداسازی سویه‌های خالص، رقت‌های متوالی تا 6-10 از کشت مخلوط تهیه و به محیط R2A آگار منتقل شد و با استفاده از میله L شکل در داخل پلیت پخش شدند. R2A آگار محیطی کمابیش فقیر با تنوع ترکیات منبع کربن برای جداسازی بیشتر باکتری‌های محیطی است. ترکیبات این محیط کشت (گرم بر لیتر) شامل پپتون 5/0، کازآمینواسید 5/0، دکستروز 5/0، نشاسته 5/0، سدیم پیرووات 3/0، دی پتاسیم فسفات 3/0، منیزیم سولفات 05/0 و سدیم کلراید 50 است (14). پلیتها به مدت یک هفته در دمای 30 درجه سانتیگراد گرماگذاری شدند. بعد از این مدت تک کلونی‌های رشد کرده، به روش خطی در محیط جدید R2A آگار کشت داده شد.خالصسازی جدایهها براساس اختلافات ریختشناسی (شکل و رنگ کلونی و ...) انجام شد. تجدید کشت تا زمان اطمینان از خالص بودن سویه‌ها انجام شد (15). انتخاب سویه برتر: بعد از خالصسازی سویه‌ها، برای اطمینان از اینکه هر سویه به تنهایی قابلیت تجزیه فنل را داراست، سویه‌ها به محیط کشت مایع پایه معدنی تلقیح شدند. به این شکل که سوسپانسیون با کدورت نیم مک فارلند از سویه‌ها تهیه شد و به محیط پایه معدنی با غلظت 200 میلی‌گرم درلیتر فنل تلقیح شد. در این مرحله بهترین سویه از نظر رشد و تجزیه کنندگی فنل در مقایسه با سایر سویه‌ها انتخاب شد و بهینهسازی شرایط رشد برای سویه مورد نظر انجام گرفت (16). بهینهسازی شرایط رشد سویه برتر: مهم‌ترین شاخصها برای فعالیت سویه برتر، میزان تحمل سدیم کلراید و قلیایی بودن و میزان تحمل فنل با توجه به سمیت بالای این ترکیب بود. برای بهینهسازی غلظت سدیم کلراید، محیط کشت پایه معدنی با غلظت 200 میلی‌گرم در لیتر فنل با درصدهای متفاوتی(صفر، 5، 10، 15 و 20 درصد) در ارلنهای 100 میلیلیتری تهیه شد. برای مطالعه اثر اسیدیته روی رشد باکتری، اسیدیتههای 5/6، 5/7، 5/8، 5/9 و 5/10 بررسی شد. در مورد بهینهسازی شرایط رشد در حضور فنل، غلظت‌های 50 تا 1000 میلی‌گرم بر لیتر فنل تهیه شد. علاوه بر عوامل یاد شده، دو عامل دیگر یعنی دما (15، 20، 25، 30، 35، 40 و 45 درجه سانتیگراد) و تأثیر نمک‌های مختلف (NaNO3، KCl، Na2SO4و NaCl) در غلظت 5 درصد حجمی- وزنی نیز با توجه به شرایط فرآیند تصفیه پساب بررسی شد. سنجش حذف فنل: به منظور بررسی میزان حذف فنل در هر آزمایش، یک میلی‌لیتر از سوسپانسیون میکروبی به ویال منتقل شد و به مدت 10 دقیقه در دور به منظور تایید حذف فنل، از روش HPLC استفاده شد. بدین منظور در ابتدا و انتهای آزمایش یک میلی‌لیتر از سوسپانسیون میکروبی به ویال منتقل شد و به مدت 10 دقیقه در دورg 11500 سانتریفوژ شد. برای استخراج ترکیبات فنلی از محلول رویی، سه بار همحجم آن حلال تریکلرومتان افزوده و استخراج انجام شد. با قرار دادن حلال تریکلرومتان حاوی ترکیبات فنلی در دمای محیط، این حلال فرار به سرعت تبخیر شد و در نهایت، رسوب باقیمانده در بافر پتاسیمفسفات به اندازه همان حجمی از مخلوط واکنش که استخراج شده بود، حل شد (20). برای تحلیل HPLC نمونه‌ها از ستون [3] C18 به عنوان فاز سکون و از آب و متانول با نسبت حجمی 50 درصد استفاده شد. دستگاه مجهز به UV detector 2500 مدل Knauer بوده و برای تشخیص ترکیبات فنلی از طول موج 270 نانومتر استفاده و 20 میکرولیتر از نمونه‌های استخراج شده به دستگاه تزریق شد (20). .شناسایی مولکولی سویه‌های تجزیه کننده فنل: شناسایی مولکولی سویه‌های تجزیه کننده فنل با تکثیر و تعیین توالی ژن 16S rRNA سویه‌ها انجام شد. برای این منظور ابتدا از سویه‌ها زیست توده تهیه و سپس استخراج DNA براساس روش اصلاح شده Marmur انجام شد (20). پس از تعیین کمیت و کیفیت DNA استخراج شده با روش‌های اسپکتروفتومتری و الکتروفورز، از این DNA برای انجام PCR و تکثیر ژن مربوط به زیر واحد کوچک ریبوزومی استفاده شد. این تکثیر با استفاده از پرایمرهای عمومی 16S rRNA، 27F (پرایمر رفت) با توالی 5'-AGAGTTTGATCMTGGCTCAG-3' و 1492 R (پرایمر برگشت) با توالی ویژگی‌های فیزیکی نمونه‌ها سنجیده شد و نتایج آن در جدول 1 آورده شده است. در مرحله غنی‌سازی، فقط کشت حاصل از نمونه آب مخزن یادآوران به ایجاد کدورت منجر شد. با توجه به حضور فنل به عنوان تنها منبع کربن در محیط، ایجاد کدورت نشان دهنده توان میکروارگانیسمها در تجزیه فنل است که نتایج HPLC نیز حذف فنل از محیط کشت را تایید کرد (شکل 1).
جدول 1- شوری و اسیدیته نمونه‌های مورد بررسی
شکل 1- تایید حذف فنل در کشت به دست آمده از نمونه آب مخزن یادآوران با کمک HPLC
در ادامه کار سه سویه با توانایی تجزیه فنل از نمونه کشت غنیشده جدا شدند. برای انجام مراحل بعدی پژوهش انتخاب سویه براساس توانایی تحمل غلظت بالای فنل و میزان حذف آن انجام شد. همانطور که در شکل 2 مشاهده می‌شود، جدایه YF3 با 97 درصد تجزیه فنل پس از سه روز گرماگذاری به عنوان سویه برتر انتخاب شد. بهینهسازی شرایط رشد سویه YF3:برای اینکه سویه برتر بیش‌ترین بازدهی در تجزیه فنل را داشته باشد، شرایط رشد بهینهسازی شد. تمام نتایج بعد از 72 ساعت تلقیح خوانده شد. همانطور که در شکل3 قابل مشاهده است، بهینه نمک برای رشد سویه YF3 غلظت 5 درصد وزنی- حجمی سدیم کلراید است . اما این سویه قادر به رشد در غلظت‌های سدیم کلراید بالاتر از 10 درصد نبود. همچنین، سویه YF3 توانایی رشد در محیط بدون نمک را نداشت. با توجه به شکل 4، اسیدیته بهینه برای رشد سویه YF3،5/8 است. در طی این آزمایش مشاهده شد که این سویه در محیط پایه معدنی دارای فنل، توانایی رشد در شرایط قلیایی بالاتر از 5/9 را ندارد. بیش‌ترین رشد و حذف فنل، درغلظت 400 میلی‌گرم بر لیتر فنل در شکل 5 قابل مشاهده است. کمترین غلظت مورد بررسی 50 میلی‌گرم بر لیتر بود. البته سویه YF3 قادر به رشد تا غلظت 1000 میلی‌گرم بر لیتر فنل نیز است.
شکل 2- میزان رشد و درصد تجزیه فنل جدایههای تجزیه کننده فنل در حضور ppm 200 فنل، اسیدیته 5/8 و دمای 30 درجه سانتیگراد
شکل 3- بهینهسازی غلظت سدیم کلراید در حضور ppm200 فنل، اسیدیته5/8 و دمای 30 درجه سانتیگراد
شکل 4- بهینهسازی اسیدیته در حضورppm 200 فنل و سدیم کلراید 5 درصد و دمای 30 درجه سانتیگراد
شکل 5- بهینهسازی غلظت فنل در اسیدیته 5/8 و سدیم کلراید 5 درصد (W/V)و دمای 30 درجه سانتیگراد
شکل 6- بهینهسازی دما در اسیدیته 5/8 و سدیم کلراید 5 درصد (W/V)وppm 200 فنل
شکل 7- تأثیر نمک‌های مختلف با غلظت 5 درصد حجمی- وزنی در رشد سویه YF3
همچنین با مشاهده شکلهای 6 و 7 مشاهده می شود که این سویه بیش‌ترین میزان رشد و حذف فنل را در دمای 30 درجه سانتیگراد و در حضور نمک NaNO3 دارد. نتایج حاصل از تعیین توالی ژن 16S rRNA سه سویه موردنظر و مقایسه آن‌ها با داده‌های ثبت شده در پایگاه EzTaxon در جدول 2 مشخص شده است. در این میان سویه YF6 با30/99 درصد شباهت، بیش‌ترین میزان شباهت را داراست. درخت فیلوژنتیک سویه‌های شناسایی شده بر پایه روش neighbor joining و با استفاده از نرم افزار MEGA6 ترسیم شد.
جدول 2- مقایسه میزان شباهت ژن 16S rRNA سویه‌ها با سویه‌های استاندارد
شکل 7- درخت فیلوژنتیک سویه‌های تجزیه کننده فنل بر پایه روش neighbour joining
. بحث و نتیجه گیری در سال‌های اخیر، با توجه به افزایش رو به رشد صنایع و حجم بالای آلودگی تولید شده ناشی از پساب‌های صنعتی، جوامع صنعتی و نیمه صنعتی با مشکلات زیست محیطی بسیاری رو به رو هستند. آلودگی آب، خاک، هوا، رسوبات و آب‌های زیرزمینی با آلاینده‌های شیمیایی و سمی یکی از مهم‌ترین مشکلات این جوامع محسوب می‌شود (25). پساب‌های صنعتی معمولا توسط روش‌های فیزیکی- شیمیایی مرسوم تصفیه می‌شوند. اما ناکارآمدی و هزینه‌های بالای این روش‌ها، باعث توجه به روش‌های جایگزین شده است. باکتری‌های کلیدی در مسیر تجزیه فنل، سودوموناسها هستند که توانایی متابولیکی بالایی در تجزیه انواع ترکیبات آروماتیک دارند. در این مطالعه سه سویه تجزیه کننده فنل، از اعضای جنس Halomonas، Pseudomonas و Janibacter بودند. در مورد توانایی تجزیه فنل توسط دو جنس نخست، مطالعات زیادی انجام شده است. اما در مطالعه حاضر سویه برتر تجزیه کننده فنل، از جنس Janibacter بود. این مطالعه نخستین گزارش در مورد توانایی اعضای این جنس از اکتینوباکتریا در زمینه تجزیه زیستی فنل است. این سویه، با 9/98 درصد به Janibacter cremeus شباهت دارد و قادر به تجزیه فنل در غلظت‌های بالای این ترکیب آروماتیک است. به طور کلی جنس Janibacter با توانایی آن‌ها در تجزیه ترکیبات پلی آروماتیک شناخته می‌شوند. در بررسیهایی که انجام شده است، سویه باکتریایی مربوط به اعضای جنس Janibacter قادر به تجزیه گروهی از ترکیبات پلی آروماتیک از جمله آنتراسن، فنانترن، دی بنزوتیوفن و فلوئورن بودند (26- 27). مطالعات محدودی در مورد تجزیه زیستی فنل در شرایط اکستریم (شوری و قلیایی) وجود دارد. فنل به عنوان یک ترکیب هیدروکربنی آروماتیک و بسیار سمی هدف بسیاری از این مطالعات در شرایط نمکی بوده است. در مطالعه بوستس[iv] و همکاران سویه باکتریایی جدا شده قابلیت تجزیه فنل در غلظت 6/5 درصد سدیم کلراید و تا بیشینه غلظت فنل 700 میلی‌گرم بر لیتر را دارا بود (28). در زمینه تجزیه فنل در شرایط قلیایی نیز گزارش‌های کمی موجود است که یک مورد آن مطالعه کناکار[v] و همکاران است. در این مطالعه چهار سویه قلیادوست جدا شده، برای تصفیه پساب‌های صنعتی در اسیدیته 10 استفاده شدند که بیش‌ترین میزان حذف فنل توسط این سویه‌ها 660 میلی‌گرم درلیتر بود (29). در مطالعه حاضر، سویه برتر قابلیت تحمل و رشد در شرایط اکستریم را داراست. بیشینه اسیدیته رشد سویه 5/10 و بیشینه غلظت نمک سدیم کلراید 10 درصد است. از این رو سویه YF3 به عنوان یک باکتری نمک- قلیادوست شناسایی می شود. بالاترین دمای رشد سویه 35 درجه سانتیگراد است. آنزیم کلیدی مسیر تجزیه فنل، فنل هیدورکسیلاز است که به دمای بالاتر از 35 درجه سانتیگراد حساس است و به طور درخور توجهی فعالیت خود را از دست می دهد (30). به نظر می رسد عدم رشد سویه YF3 در دمای بالاتر از 35 درجه سانتیگراد نیز به خاطر کاهش فعالیت این آنزیم است. همچنین مشخص شد نمک بهینه برای رشد سویه YF3 در این پژوهش سدیم نیترات بود. از میان نمک‌های سدیمی و پتاسیمی مورد بررسی، این سویه نمک‌های سدیمی را ترجیح می دهد. معدودی از مطالعات در زمینه تجزیه زیستی فنل در غلظت‌های بالای این ترکیب آروماتیک انجام شده‌اند که از جمله آن‌ها می‌توان به گزارشی اشاره کرد که بالاترین غلظت قابل تحمل برای میکروارگانیسم مورد بررسی، Candida tropicalis، 2000 میلی‌گرم بر لیتر مشاهده شد (31). شایان ذکر است هیچ کدام از شرایط آزمایش اکستریم نبود. در مطالعه حاضر با وجود شرایط اکستریم حاکم بر آزمایش، بیش‌ترین میزان تجزیه غلظت فنل توسط سویه YF3، 1000 میلی‌گرم در لیتر بود. با توجه به اینکه میزان فنل موجود در پساب‌های کمتر از این میزان است، این سویه می‌تواند نقشی کاربردی در تصفیه پساب‌های فنلی ایفا کند.
| ||||||||||||||||||||||||||||||||
| مراجع | ||||||||||||||||||||||||||||||||
|
(1) Cao B., Nagarajan K., Loh K.C. Biodegradation of aromatic compounds: current status and opportunities for biomolecular approaches. Applied microbiology and biotechnology 2009; 85 (2): 207- 28. (2) Reda A.B., Ashraf T. Optimization of bacterial biodegradation of toluene and phenol under different nutritional and environmental conditions. Journal of Applied Sciences Research 2010; 6 (8): 1086- 95. (3) Amer R. Newly Isolated Pandoraea sp. Capable of Phenol Biodegradation. Research Journal of Microbiology 2008; 3 (10): 622- 29. (4) Basha K. M., Rajendran A., Thangavelu V. Recent advances in the biodegradation of phenol: a review. Asian Journal of Experimental Biological Sciences2010; 1(2): 219- 34. (5) Kim J. H., Oh K. K., Lee S. T., Kim S. W., Hong S. I. Biodegradation of phenol and chlorophenols with defined mixed culture in shake-flasks and a packed bed reactor. Process Biochemistry 2002; 37 (12): 1367- 73. (6) Nair C. I., Jayachandran K., Shashidhar S. Biodegradation of phenol. African Journal of Biotechnology 2008; 7 (25): 4951- 8 (7) Al-Khalid T., El- Naas M.H. Aerobic Biodegradation of Phenols: A Comprehensive Review. Critical Reviews in Environmental Science and Technology 2012; 42 (16): 1630- 90. (8) Chung T. P., Tseng H. Y., Juang R. S. Mass transfer effect and intermediate detection for phenol degradation in immobilized Pseudomonas putida systems. Process Biochemistry 2003; 38 (10): 1497- 507. (9) Gonzalez G., Herrera G., Garcı́a M. T., Pena M. Biodegradation of phenolic industrial wastewater in a fluidized bed bioreactor with immobilized cells of Pseudomonas putida. Bioresource technology 2001; 80 (2): 137- 42. (10) Abuhamed T., Bayraktar E., Mehmetoğlu T., Mehmetoğlu Ü. Kinetics model for growth of Pseudomonas putida F1 during benzene, toluene and phenol biodegradation. Process Biochemistry, 2004; 39 (8): 983- 8. (11) Al-Zuhair S., El-Naas M. Immobilization of Pseudomonas putida in PVA gel particles for the biodegradation of phenol at high concentrations. Biochemical Engineering Journal 2011; 56 (1): 46- 50. (12) Li H., Liu Y. H., Luo N., Zhang X. Y., Luan T. G., Hu J. M and et al. Biodegradation of benzene and its derivatives by a psychrotolerant and moderately haloalkaliphilic Planococcus sp. strain ZD 22. Research in microbiology 2006; 157 (7): 629- 36. (13) Juang R. S., Tsai S. Y. Growth kinetics of Pseudomonasputida in the biodegradation of single and mixed phenol and sodium salicylate. Biochemical Engineering Journal 2006; 31 (2): 133- 40. (14) Yang C. F., Lee C. M. Enrichment, isolation, and characterization of phenol-degrading Pseudomonas resinovorans strain P-1 and Brevibacillus sp. strain P-6. International Biodeterioration & Biodegradation 2007; 59 (3): 206- 10. (15) Øvreås L., Torsvik V. Microbial diversity and community structure in two different agricultural soil communities. Microbial ecology 1998; 36 (3- 4): 303-15. (16) Alva V.A., Peyton B.M. Phenol and catechol biodegradation by the haloalkaliphile Halomonas campisalis: influence of pH and salinity. Environmental science & technology 2003; 37 (19): 4397- 402. (17) Santos V.L., Valter R. Linardi, Biodegradation of phenol by a filamentous fungi isolated from industrial effluents identification and degradation potential, Process Biochemistry 2003; 39 (2004): 1001- 6. (18) Ying W., Ye T., Bin H., Zhao H., BI J., Cai B. Biodegradation of phenol by free and immobilized Acinetobacter sp. strain PD12. Joumdl ot Emironmental Sciences 2006; 19 (2007): 222- 5. (19) Peyton B.M., Wilson T, Yonge D.R. Kinetics of phenol biodegradation in high salt solutions. Water Research 2003; 36 (2002): 4811- 820. (20) Asad S., Dabirmanesh B., Khajeh K. Phenol removal from refinery wastewater by mutant recombinant horseradish peroxidase. Biotechnology and applied biochemistry 2014; 61 (2): 226- 9. (21) Wilson K. Preparation of genomic DNA from bacteria. Current protocols in molecular biology 1987; 2- 4. (22) Kumar S., Tamura K., Nei M. Integrated software for Molecular Evolutionary Genetics Analysis and sequence alignment, Briefings in Bioinformatics, 2004. (23) Mehrshad M., Amoozegar M. A., Yakhchali B., Fazeli A. S. Biodiversity of moderately halophilic and halotolerant bacteria in the western coastal line of Urmia lake. Biological Journal of Microorganism 2012; 1 (2): 49- 70. (24) Thompson G. The Clustal X windows interface: flexible strategies for multiple sequence alignment aided by quality analysis tools. Nucleic Acids Research. 1997; 24: 4876- 882. (25) Vidali M. Bioremediation. An overview. Pure and Applied Chemistry 2001; 73 (7): 1163- 72. (26) Yamazoe A., Yagi O., Oyaizu H. Degradation of polycyclic aromatic hydrocarbons by a newly isolated dibenzofuran-utilizing Janibacter sp. strain YY-1. Applied microbiology and biotechnology 2004; 65(2): 211- 18. (27) Zhang G. Y., Ling J. Y., Sun H. B., Luo J., Fan Y. Y., Cui Z. J., et al., Isolation and characterization of a newly isolated polycyclic aromatic hydrocarbons-degrading Janibacter anophelis strain JY11. Journal of hazardous materials 2009; 172 (2): 580- 86. (28) Bastos A. E. R., Moon D. H., Rossi A., Trevors J. T., Tsai S. M. Salt-tolerant phenol-degrading microorganisms isolated from Amazonian soil samples. Archives of microbiology 2000; 174 (5): 346- 52. (29) Kanekar P. P., Sarnaik S. S., Kelkar A. S. Bioremediation of phenol by alkaliphilic bacteria isolated from alkaline lake of Lonar, India. Journal of applied microbiology 1998; 85 (1): 128- 33. (30) Al-Khalid T., El- Naas M.H. Aerobic Biodegradation of Phenols: A Comprehensive Review. Critical Reviews in Environmental Science and Technology 2012; 42(16): 1631- 90. (31) Yan J., Yan J., Jianping W., Hongmei L., Suliang Y., Zongding H. The biodegradation of phenol at high initial concentration by the yeast Candida tropicalis. Biochemical Engineering Journal 2005; 24 (3): 243- 7.
| ||||||||||||||||||||||||||||||||
|
آمار تعداد مشاهده مقاله: 1,628 تعداد دریافت فایل اصل مقاله: 654 |
||||||||||||||||||||||||||||||||