پیوندهای مفید
اخبار و اعلانات
آمار
| تعداد نشریات | 43 |
| تعداد شماره‌ها | 1,651 |
| تعداد مقالات | 13,405 |
| تعداد مشاهده مقاله | 30,214,672 |
| تعداد دریافت فایل اصل مقاله | 12,076,537 |
تجزیه زیستی سیانید توسط باکتری سراشیا جداشده از خاک آلوده معدن طلا در تکاب | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| زیست شناسی میکروبی | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| مقاله 9، دوره 3، شماره 10، تیر 1393، صفحه 75-86 اصل مقاله (466.26 K) | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| نویسندگان | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| مجتبی محسنی* 1؛ سجاد فیروزیار2 | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| 1استادیار میکروبیولوژی، دانشگاه مازندران، بابلسر، ایران | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| 2کارشناس ارشد میکروبیولوژی، دانشگاه مازندران، بابلسر، ایران | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| چکیده | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| مقدمه: سیانید ترکیبی سمی و بسیار خطرناک برای موجودات زنده است که به طور گسترده توسط بشر تولید شده و موجب آلودگی محیط زیست می‌شود. بهترین روش برای تجزیه سیانید موجود در پساب صنایع، تجزیه زیستی است. جداسازی باکتری‌های بومی تجزیه کننده سیانید از خاک آلوده و مطالعه توانایی آنها در تجزیه سیانید، از اهداف این پژوهش بود. مواد و روش‌ها: پس از جمع‌آوری نمونه‌های خاک، غنی‌سازی باکتری‌های تجزیه کننده سیانید در محیط کشت پایه حاوی نیم میلی‌مولار پتاسیم سیانید انجام شد. توانایی باکتری جدا شده در استفاده از سیانید به عنوان تنها منبع کربن و نیتروژن بررسی شد. تجزیه سیانید و تولید آمونیاک در محیط کشت توسط روش پیکریکاسید ونسلر، سنجیده شد. برای بررسی سمیت ترکیبات مختلف سیانیدی بر رشد باکتری، از روش حداقل غلظت مهارکنندگی رشد استفاده شد. همچنین، توانایی باکتری جداشده در استفاده از ترکیبات مختلف سیانیدی، بررسی شد. شناسایی باکتری جدا شده به کمک بررسی مشخصات ریختشناسی، فیزیولوژیکی، بیوشیمیایی و نیز تحلیل مولکولی، انجام شد. نتایج: از خاک آلوده معدن طلا، باکتری با توانایی تجزیه سیانید به عنوان تنها منبع کرین و نیتروژن، جداسازی شد. این باکتری با عنوان جدایه MF1 نام گذاری شد. جدایه MF1 سیانید محیط رشد را در شرایط قلیایی، پس از 40 ساعت تجزیه کرد. همچنین، این جدایه توانایی تحمل بیش از هفت میلی‌مولار سیانید پتاسیم را داشت. نتایج نشان داد که کاهش غلظت سیانید با افزایش غلظت آمونیاک در محیط رشد و نیز رشد جدایه MF1 ، ارتباط مستقیم دارد. همچنین، باکتری جداشده، توانایی استفاده از ترکیبات مختلف سیانیدی به عنوان تنها منبع کربن و نیتروژن را نشان داد. نتایج بررسی مشخصات ریختشناسی و فیزیولوژیکی جدایه MF1 ، نشان داد این باکتری به جنس سراشیا متعلق بود. بررسی توالی ژن 16S rDNA و رسم درخت فیلوژنی نیز نشان داد که جدایه MF1 دارای 99 درصد هومولوژی با سراشیا نماتودیفیلا بود. بحث و نتیجهگیری: نتایج نشان داد باکتری جدا شده، گزینه مناسبی برای تجزیه زیستی سیانید در شرایط قلیایی است. این باکتری می‌تواند برای تجزیه سیانید از پساب صنایع و مکانهای آلوده، معرفی شود. | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| کلیدواژه‌ها | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| تجزیه زیستی؛ سیانید؛ باکتریسراشیا؛ پساب | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| اصل مقاله | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
|
مقدمه سیانید یک ترکیب نیتروژن‌دار است که برای بیشتر موجودات به شدت سمی است (1). در طبیعت بسیاری از قارچ‌ها، باکتری‌ها، جلبک‌ها وگیاهان قادر به تولید ترکیبات سیانید هستند ولی بیشترین تولید‌کننده این آلاینده در طبیعت، فعالیت انسان است (2). ترکیبات سیانید به طور گسترده در صنایع شیمیایی مختلف از جمله استخراج فلزات، آبکاری، تبخیر زغال سنگ و تولید الیاف مصنوعی استفاده می‌شود (3). سالانه بیش از 834 هزار تن سیانید به وسیله صنایع مختلف در کشور آمریکا مصرف می‌شود (4). همچنین، سیانید به شکل گسترده در صنایع استحصال فلزات گران‌بها نظیر طلا و نقره استفاده می‌شود (5). به این ترتیب حجم در خور توجهی از پساب حاوی سیانید صنایع مختلف وارد طبیعت شده و با آلوده کردن خاک و آب‌های زیرزمینی موجب صدمات جبران ناپذیری به محیط زیست می‌شود. برای مثال شکست سد باطله در معدن بایا[1]در کشور رومانی، باعث ورود یکصد هزار متر مکعب سیانید به رودخانه تیزسا شد که باعث مرگ موجودات آبزی و حیوانات اطراف رودخانه شد (6). در بدن انسان و سایر موجودات زنده، سیانید به شکل برگشت ناپذیر به پروتئین‌های دارای آهن مانند سیتوکرم‌های زنجیره تنفسی متصل شده و می‌تواند موجب مسمومیت و حتی مرگ شود (7). روش‌های مختلفی برای حذف سیانید از پساب آلوده استفاده می‌شود. از جمله می‌توان به حذف شیمیایی با استفاده از هیدروژن پراکسید (8 و 9)، سولفور‌دی‌اکسید (10) و کلریزاسیون قلیایی (8) اشاره کرد. این روش‌ها دارای معایبی از جمله تولید محصولات جانبی نامطلوب و هزینه زیاداست. امروزه استفاده از روش‌های زیستی برای تجزیه آلاینده‌های سیانیدی مورد توجه قرارگرفته است. روش‌های زیستی بسیار کارا، مناسب و کم هزینه‌اند (4). سیانید در شرایط خنثی و اسیدی تبدیل به گاز هیدروژن سیانید می‌شود ولی در شرایط قلیایی پایدار است (11). اگر چه میکروارگانیسمهایی که توانایی سم‌زدایی و تجزیه سیانید آزاد و یا کمپلکس‌های سیانید- فلز را در شرایط خنثی یا اسیدی داشتند، تاکنون شناسایی شدند (12)، اما تحقیقات اندکی برای جداسازی باکتری‌های تجزیه کننده سیانید در شرایط قلیایی انجام شده است. در این تحقیق، جدایه باکتریایی با توانایی مصرف سیانید، از خاک آلوده معدن طلا جداسازی شد. به منظور معرفی این باکتری برای استفاده در تجزیه سیانید در پساب آلوده، توانایی این جدایه در تجزیه سیانید به عنوان تنها منبع کربن و نیتروژن (در شرایط قلیایی) بررسی شد.
مواد و روش‌ها غنی‌سازی و جداسازی باکتری‌های تجزیه‌کننده سیانید پس از جمع‌آوری خاک آلوده به سیانید معدن طلای پویا زرکان واقع در آذربایجان غربی و انتقال آن به آزمایشگاه، مقدارپنج گرم خاک در 45 میلی‌لیتر محلول نرمال سالین حل شد. برای غنی‌سازی باکتری‌های تجزیه‌کننده سیانید، حجم یک میلی‌لیتر نمونه خاک حل شده به محیط کشت حداقل (حاوی 6 گرم Na2PO4، 3 گرم KH2PO4، 1 گرم NaCl، 01/0 گرم CaCl2، 5/0 گرم MgSO4، 04/0 گرم FeSO4,7H2O و 0015/0 گرم MnSO4 در یک لیتر آب مقطر و 5/0 میلی‌مولار پتاسیم سیانید) افزوده شد (13). اسیدیته محیط کشت به وسیله محلول آمونیوم کلراید 3 مولار، در 9 تنظیم شد. ارلن‌ها در دمای 30 درجه سانتی‌گراد و 180 دور در دقیقه، به مدت 48 ساعت گرمخانه‌گذاری شدند. پس از سه کشت متوالی در محیط کشت حداقل، غنی‌سازی میکروارگانیسم‌های تجزیه کننده سیانید انجام شد. برای جداسازی باکتری‌های تجزیه کننده سیانید، کشت غنی‌شده به محیط کشت سفت حداقل حاوی 5/1 درصد آگار و 5/0میلی‌مولار پتاسیم سیانید، تلقیح شد. پلیت‌ها در دمای30 درجه سانتی‌گراد به مدت 48 ساعت گرمخانه‌گذاری شدند (13). سنجش تجزیه زیستی سیانید و رشد باکتری برای بررسی تجزیه سیانید موجود در محیط کشت حداقل (حاوی دو میلی‌مولار سیانید) در شرایط قلیایی (اسیدیته=9)، از روش رنگ سنجی پیکریکاسید استفاده شد (14). در حضور سیانیدآزاد، پیکریکاسید به رنگ‌های ایزوپروپیک اسید تبدیل می‌شود و شدت رنگ رابطه مستقیم با غلظت سیانید آزاد دارد. حجم 1/0 میلی‌لیتر محیط کشت به محلول 5/0 درصد (w/v) پیکریکاسید و 25/0مولار سدیم کربنات اضافه شد و به مدت پنج دقیقه در حمام آب گرم 99 درجه سانتی‌گراد گذاشته شد. سپس، با افزودن آب دیونیزه به حجم یک میلی‌لیتر رسانده شد و به مدت 30 دقیقه در دمای اتاق، خنک شد. جذب نوری محلول در طول موج520 نانومتر با دستگاه اسپکتروفتومتر، خوانده شد. همچنین، برای اندازه‌گیری مقدار آمونیاک آزاد شده در محیط رشد از روش نسلر[2] (کیت سنجش آمونیاک، شرکت کاریزآب) استفاده شد و پس از انجام مراحل طبق دستورالعمل کیت جذب نوری در طول موج 420 نانومتر اندازه‌گیری شد. منحنی استاندارد به وسیله آمونیوم کلراید رسم شد (15). بررسی اثر سمیت ترکیبات مختلف سیانیدی برای بررسی سمیت ترکیبات مختلف سیانیدی از آزمون سنجش حداقل غلظت مهارکنندگی رشد باکتری[3] (MIC) استفاده شد. در این روش به 10 میلی‌لیتر محیط کشت مایع LB (حاوی 10 گرم تریپتون، 5 گرم عصاره مخمر، 5 گرم سدیم کلراید و 1 گرم گلوکز در یک لیتر آب مقطر)، غلظت‌های مختلف ترکیبات سیانیدی شامل KSCN، NaCN، KCN و K4Fe (CN)6 اضافه شد (16). پس از تلقیح باکتری، لوله‌ها در دمای 30 درجه سانتی‌گراد و 180 دور در دقیقه، به مدت 24 تا 48 ساعت گرمخانه‌گذاری شدند. توانایی تجزیه ترکیبات مختلف سیانیدی توانایی جدایه باکتریایی در استفاده از ترکیبات سیانیددار آلی و غیرآلی به عنوان تنها منبع کربن و نیتروژن، بررسی شد. پس از شستشو جدایه با بافر فسفات استریل، حجم 5/0 میلی‌لیتر سوسپانسیون باکتریایی (108 باکتری در میلی‌لیتر) به 50 میلی‌لیتر محیط کشت حداقل حاوی دو درصد (w/v) ترکیبات مختلف سیانیدی شامل استونیتریل، KSCN ،NaCN و K4Fe(CN)6 تلقیح و در دمای30 درجه سانتی‌گراد و 180دور در دقیقه، به مدت 48 ساعت گرمخانه‌گذاری شد. توانایی استفاده جدایه باکتریایی از ترکیبات مختلف به وسیله سنجش رشد توسط اسپکتروفتومتردر 600 نانومتر اندازه‌گیری شد (17). تمام آزمایش‌ها با سه بار تکرار انجام شدند. شناسایی باکتری تجزیه کننده سیانید شناسایی باکتری جداشده، بر اساس صفات ریختشناسی و فیزیولوژیکی انجام شد. ویژگی‌های ریختشناسی جدایه تجزیه کننده سیانید روی محیط کشت نوترین آگار (مرک[4]، آلمان) بررسی شد. پس از رنگ آمیزی گرم، شکل باکتری‌ها و واکنش گرم آنها مطالعه شد. همچنین، آزمون‌های بیوشیمیایی شامل فعالیت کاتالازی، اکسیدازی و دکربوکسیلازی، تولید اندول، مصرف گلوکز از مسیر تخمیر اسیدهای مخلوط (متیل رِد[5]) یا مسیر تخمیر بوتاندیول (وژز-پروسکوئر[6])، تولید پیگمان، تولید اسید از قندهای مختلف، تولید سولفید هیدروژن، مصرف سیترات، هیدرولیز اوره و ژلاتین، احیای نیترات انجام و حرکت باکتری مطابق جداول شناسایی کتاب سیستماتیک باکتریولوژی بِرگی[7]، بررسی شد (18). تمام آزمایش‌ها با سه بار تکرار انجام شدند. استخراج نوکلئیک اسید برای بررسی مولکولی باکتری جدا شده، DNA ژنومی به کمک روش استاندارد، استخراج شد (19). ابتدا دیواره سلولی باکتری‌ها با دترجنت هگزادسیل‌تری‌متیل‌آمونیوم بروماید (CTAB) (مرک، آلمان) متلاشی شد. سپس، از محلول فنل: کلروفرم: ایزوآمیل الکل (به نسبت 1:24:25) برای حذف پروتئین‌ها و قند‌ها استفاده شد. برای رسوب نوکلئیک‌اسید از محلول نمکی پلی اتیلن گلیکول و نیز برای شستشو و حذف سایر ناخالصی‌ها از اتانول خالص استفاده شد. درستی استخراج نوکلئیک‌اسید، با استفاده از الکتروفورز ژل آگاروز 8/0 درصد و رنگ‌آمیزی شده با اتیدیوم برماید، بررسی شد (20). واکنش زنجیره‌ای پلیمراز ژن 16S rDNA واکنش زنجیره‌ای پلیمراز ژن 16S rDNA باکتری تجزیه کننده سیانید، مطابق برنامه زیر انجام شد (21). همچنین، الیگونوکلئوتید پرایمرهای استفاده شده برای تکثیر ژن 16S rDNAشامل پرایمرهای عمومی تخلیص محصول واکنش زنجیره‌ای پلیمرازبه کمک کیت تخلیص GeneJet[8] انجام شد. سپس توالی تحلیل فیلوژنی باکتری تجزیه کننده سیانید با باکتری‌های نزدیک به آن با نرم‌افزار ClustalX(نسخه 2) انجام شد. درخت فیلوژنی توالی جدایه MF1 با توالی حاصل از جستجو در پایگاه اطلاعاتی Genbank و EzTaxon-e، به کمک نرم‌افزار MEGA5 و با الگوریتم Maximum likelihood و joiningNeighbour نیز رسم شد. بررسی اعتبار شاخه با الگوریتم bootstrap analysis و با 1000 بار نمونه‌گیری انجام شد. نتایج برای جداسازی باکتری‌های تجزیه کننده سیانید در شرایط قلیایی، غنی‌سازی خاک آلوده معدن طلا در محیط کشت حداقل و حاوی سیانید (اسیدیته= 9) انجام شد. برای افزایش جمعیت باکتری‌های تجزیه کننده سیانید، غنی‌سازی محیط رشد با انتقال به محیط کشت تازه استریل انجام شد. پس از سه بار غنی‌سازی، تعداد سه جدایه با توانایی استفاده از سیانید به عنوان تنها منبع کربن و نیتروژن توسط محیط کشت آگاردار حداقل و حاوی سیانید، جداسازی و خالصسازی شد. پس از بررسی اولیه توانایی جدایه‌ها در تجزیه سیانید، جدایه به نام MF1 برای ادامه مطالعه انتخاب شد. تجزیه سیانید با روش اندازه‌گیری پیکریکاسید بررسی و غلظت سیانید باقیمانده در محیط کشت، سنجش شد. نتایج سنجش تجزیه سیانید نشان داد که جدایه MF1توانست سیانید موجود در محیط کشت (2 میلی‌مولار سیانید) را پس از 40 ساعت، کاملا تجزیه کند. بیشترین تجزیه در 12 ساعت ابتدای رشد باکتری انجام شد (شکل 1). همچنین، نتایج نشان داد که جدایه MF1 بدون نیاز به منبع کربن و نیتروژن اضافی، توانایی تجزیه سیانید در شرایط قلیایی را داراست. آمونیاک محصول اصلی تجزیه سیانید است. برای سنجش آمونیاک موجود درمحیط کشت، از روش نسلر استفاده شد. نتایج شکل 2 نشان داد که در طی رشد باکتریMF1، آمونیاک تولید و بیشترین تولید آمونیاک در 12 ساعت ابتدای رشد باکتری، ایجاد شد. این نتیجه با نتایج حاصل از تجزیه سیانید در ساعات اولیه رشد باکتری، مطابقت دارد (شکل 1 و 2).
شکل 1- رشد جدایه MF1(∎) و تجزیه سیانید (میلی‌مولار) (▲) در محیط کشت حداقل حاوی سیانید (دو میلی‌مولار) در گرمخانه شیکردار
شکل 2- ارتباط تولید آمونیاک (¿) و تجزیه سیانید (∎) توسط جدایه MF1 در محیط کشت حداقل و حاوی دو میلی‌مولار سیانید در گرمخانه شیکردار 30 درجه سانتی‌گراد
برای بررسی سمیت ترکیبات مختلف سیانیدی بر باکتری تجزیه کننده MF1، از آزمون سنجش حداقل غلظت مهارکنندگی رشد باکتری (MIC) استفاده شد. نتایج جدول 1نشان داد این جدایه توانایی خوبی در تحمل غلظت‌های بالای ترکیبات سیانیدی را دارد. حداقل غلظت مهارکنندگی رشد ترکیبات سیانیدی K3[Fe(CN)6] و KSCN به ترتیب 170 و 120 میلی‌مولار برای جدایه MF1 بود (جدول 1).
جدول 1- حداقل غلظت مهارکنندگی رشد ترکیبات مختلف سیانیدی بر جدایه MF1.
همچنین، توانایی باکتری جدا شده در استفاده از ترکیبات مختلف سیانیدی به عنوان تنها منبع کربن و نیتروژن، بررسی شد. نتایج در جدول 2 خلاصه شده است. جدایهMF1 توانایی رشد روی تمام ترکیبات سیانیدی آزمایش شده به عنوان تنها منبع کربن و نیتروژن، را نشان داد. از میان ترکیبات مختلف سیانیدی، بیشترین رشد جدایه MF1 در حضور K4[Fe(CN)6]، مشاهده شد (جدول 2).
جدول 2- توانایی جدایهMF1 در استفاده از ترکیبات مختلف سیانیدی (پس از 48 ساعت گرمخانه‌گذاری).
برای شناسایی باکتری تجزیه کننده سیانید MF1، رنگ‌آمیزی گرم انجام شد و ویژگی‌های ریختشناسی کلونی جدایه، بررسی شد. ریختشناسی کلونی به رنگ کرم، شفاف، براق و نرم بود. نتایج حاصل از رنگ‌آمیزی گرم نشان داد که جدایه به شکل سلول‌های میله‌ای کوتاه و گرم منفی است. همچنین، نتایج آزمون‌های بیوشیمیایی (جدول3) بر اساس جداول شناسایی کتاب سیستماتیک باکتریولوژی بِرگی (18)، نشان داد که جدایه MF1 به جنس سراشیا[10] متعلق است.
جدول 3- نتایج آزمون‌های بیوشیمیایی باکتری تجزیه کننده سیانیدMF1.
همچنین، شناسایی مولکولی جدایه با استفاده از توالی ژن 16S rDNA بررسی شد. به این منظور واکنش زنجیره‌ای پلیمراز ژن 16S rDNA انجام شد. پس از تعیین توالی، هومولوژی قطعه ژن 16S rDNA (به طول 1049 نوکلوتید) باکتری تجزیه کننده سیانید با سایر توالی‌های ثبت شده در بانک اطلاعاتی
شکل 3- دندوگرام توالی ژن 16S rDNA باکتری تجزیه کننده سیانید MF1 که به جنس سراشیا نزدیکی نشان داد. اعداد ذکر شده در محل انشعاب نشانگر درصد نمونه‌گیری bootstrap از 1000 نمونه است. باکتری Microbacteriumoxydans به عنوان out group قرار داده شد.
بحث و نتیجهگیری امروزه تجزیه زیستی سیانید به عنوان یک روش مقرون به صرفه و سازگار با محیط زیست در مقایسه با روش‌های متداول شیمیایی، مورد توجه قرار گرفته است.
جدول 4- برخی میکروارگانیسم‌های گزارش شده برای تجزیه زیستی سیانید
سیانید در شرایط اسیدی و خنثی، به شکل گاز هیدروژن سیانید تبخیر می‌شود ولی در شرایط قلیایی پایدار است (11). بنابراین، جداسازی میکروارگانیسم‌ها با توانایی تجزیه سیانید در شرایط قلیایی، می‌تواند برای حذف این آلاینده از محیط زیست، بسیار موثر باشد. در این تحقیق، باکتری‌های تجزیه کننده سیانید، با غنی‌سازی خاک آلوده معدن طلا و تحت شرایط قلیایی، جداسازی شد. برای سنجش تجزیه سیانید، از روش اندازه‌گیری پیکریکاسید استفاده شد. این روش برای سنجش سیانید آزاد و کمپلکس‌های ضعیف سیانید- فلز استفاده می‌شود (14). نتایج مطالعه حاضر نشان داد که جدایه MF1 توانست مقدار 132 میلی‌گرم بر لیتر سیانید موجود در محیط کشت (دو میلی‌مولار سیانید) را کاملا تجزیه کند. بیشترین تجزیه در 12 ساعت ابتدای رشد باکتری انجام شد. در مطالعه مشابه در سال 2003، کائو[xii] و همکاران تجزیه سیانید با کلبسیلا اُکسیتوکا[xiii]را بررسی کردند. این جدایه 9/0 میلی‌مولار سیانید را در مدت 80 ساعت تجزیه کرد (40). همچنین، در سال 2013، مانیام[xiv] و همکاران تجزیه زیستی سیانید توسط باکتری رودوکوکوس را بررسی کردند. همچنین، نتایج نشان داد که جدایه MF1 بدون نیاز به منبع کربن و نیتروژن اضافی، توانایی تجزیه سیانید در شرایط قلیایی را داراست. در سال 1999 اَدجئی و اوهتا[xvii] تجزیه سیانید توسط بورخولدریا سپاسیا[xviii] را در شرایط قلیایی مطالعه کردند. این باکتری توانایی استفاده از سیانید به عنوان تنها منبع نیتروژن را داشت ولی نیازمند به افزودن گلوکز به عنوان منبع کربن بود (17). در سال 2005 جدایه‌ای به نام سودوموناس سودوآلکالیژنز[xix] از پساب صنایع جواهرسازی اسپانیا جداسازی شد. این باکتری توانایی استفاده از سیانید به عنوان تنها منبع نیتروژن را در شرایط قلیایی دارا بود اما این جدایه نیز به استات، به عنوان منبع کربن اضافی نیاز داشت (11). کمبود منبع کربن محیط رشد، یک عامل بازدارنده در تجزیه زیستی سیانید خاک‌های آلوده به شمار می‌آید (8). بنابراین، جدایه MF1 با توانایی تجزیه سیانید بدون افزودن منبع کربن و نیتروژن، دارای برتری نسبت به سایر جدایه‌هاست. نتایج بررسی سمیت ترکیبات مختلف سیانیدی بر باکتری تجزیه کننده MF1، نشان داد که جدایه MF1 توانایی خوبی در تحمل غلظت‌های بالای ترکیبات سیانیدی را دارد. ترکیبات پایدار سیانید نظیر کمپلکس‌های آهن و نیکل به علت پیوند قوی با گروهCN‑، سمیت کمتری نشان می‌دهند اما ترکیبات با پیوند ضعیف‌تر همانند سدیم سیانات و پتاسیم سیانات به علت انحلال پذیری بیشتر در آب و آزاد کردن گروه CN-، سمیت بیشتری دارند (11). سوزا[xx]و همکاران حداقل غلظت مهارکنندگی رشد ترکیب سیانیدی NaSCN بر باکتری سودوموناس را 45 میلی‌مولار گزارش کردند (42). نتایج این پژوهش توانایی جدایه MF1 در استفاده از ترکیبات مختلف سیانیدی به عنوان تنها منبع کربن و نیتروژن، را نشان می‌دهد. این جدایه توانایی رشد روی تمام ترکیبات سیانیدی آزمایش شده را به عنوان تنها منبع کربن و نیتروژن دارا بود. جدایه‌هایی از اسینتوباکتر[xxi] (43) و بورخولدریا سپاسیا (17) شناسایی شدند که توانایی استفاده از ترکیبات مختلف سیانیدی (ترکیبات سیانید-فلز و نیتریل) به عنوان تنها منبع کربن ونیتروژن را نشان دادند. نتایج تحقیق حاضر نشان داد از میان ترکیبات مختلف سیانیدی، بیشترین رشد جدایه MF1 در حضور K4[Fe(CN)6]، انجام شد. ترکیبات سیانید- فلز را بر اساس انحلال آنها در اسیدیته مختلف می‌توان به دو دسته حل شونده به وسیله اسید ضعیف[xxii]CNWAD)) و حل شونده به وسیله اسید قوی[xxiii] ( (CNSADتقسیم کرد. ترکیب سیانید با فلزاتی نظیر آهن و کبالت در دسته CNSADقرار می‌گیرند. این ترکیبات بسیار پایدارند و گروه سیانیدی خود را در اسیدیته صفر آزاد می‌کنند (11). میکروارگانیسمهایی نظیر سیانید ترکیب بسیار سمی است که با فعالیت صنعتی انسان، باعث آلودگی گسترده طبیعت به این آلاینده شده است. با جداسازی و شناسایی باکتری‌های تجزیه کننده سیانید از خاک‌های آلوده و ایجاد شرایط بهینه تجزیه زیستی، می‌توان با صرف هزینه کمتر و نیز مشکلات زیست محیطی کمتر، پساب آلوده به این ترکیب سمی را پالایش کرد. نتایج نشان داد که جدایه MF1 توانست پس از 40 ساعت گرمخانه‌گذاری، سیانید موجود در محیط رشد را تجزیه کند. همچنین، این جدایه توانایی استفاده از ترکیبات مختلف سیانیدی به عنوان تنها منبع کربن و نیتروژن را داشت. نتایج این تحقیق نشان می‌دهد باکتری سراشیاسویهMF1 جدا شده از خاک معدن طلا، گزینه مناسبی برای تجزیه زیستی سیانید در شرایط قلیایی است و می‌تواند برای تجزیه سیانید از پساب صنایع و مکانهای آلوده، به‌کار گرفته شود. [1]- Baia Mare [2]- Nessler’s methods [3]- Minimum inhibitory concentration [4]- Merck [5]- Methyl Red [6]- Voges-Proskauer [7]- Bergey's Manual of Systematic Bacteriology [8]- Thermo Scientific, Lithuania [9]- Accession Number [10]- Serratia [11]- Serratia nematodiphila [xii]- Kao [xiii]- Klebsiella oxytoca [xiv]- Maniyam [xv]- Özel [xvi]- Fusarium solani [xvii]- Adjei and Ohta [xviii]- Burkholderia cepacia [xix]- Pseudomonas pseudoalcaligenes [xx]- Souza [xxi]- Acinetobacter sp [xxii]- CN weak acid-dissociable [xxiii]- CN strong acid-dissociable [xxiv]- Fusarium solani [xxv]- Pseudomonas fluorescens | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
| مراجع | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
|
References (1) Kwon HK, Woo SH, Park JM. Degradation of tetracyanonickelate (II) by Cryptococcus humicolus MCN2. FEMS Microbiology Letters 2002; 214 (2): 211- 16. (2) Jones DA. Why are so many food plants cyanogenic?. Phytochemistry 1998; 47 (2): 155- 62. (3) Dursun AY, Çalik A, Aksu Z. Degradation of ferrous (II) cyanide complex ions by Pseudomonas fluorescens. Process Biochemistry 1999; 34 (9): 901- 08. (4) Baxter J, Cummings SP. The current and future applications of microorganism in the bioremediation of cyanide contamination. Antonie van Leeuwenhoek 2006; 90 (1): 1- 17. (5) Arslan F, Ozdamar DY, Muduroglu M. Cyanidation of Turkish gold-silver ore and the use of hydrogen peroxide. European Journal of Mineral Processing and Environmental Protection 2003; 3 (3): 309-15. (6) Soldan P, Pavonic M, Boucek J, Kokes J. Baia Mare accident brief ecotoxicological report of Czech experts. Ecotoxicology and environmental safety 2001; 49 (3): 255-61. (7) Leavesley HB, Li L, Prabhakaran K, Borowitz JL, Isom GE. Interaction of cyanide and nitric oxide with cytochrome c oxidase: implications for acute cyanide toxicity. Toxicological Sciences 2008; 101 (1): 101-11. (8) Young CA, Jordan TS. Cyanide remediation: current and past technologies. In Conference Proceeding, Proceedings of the 10th Annual Conference on Hazardous Waste Research. Kansas State University: Manhattan, KS; 1995. p. 104-29. (9) Akcil A, Mudder T. Microbial destruction of cyanide wastes in gold mining: process review. Biotechnology Letters 2003; 25 (6): 445- 50.
(10) Demopoulos GP, Cheng TC. A case study of CIP tails slurry treatment: comparison of cyanide recovery to cyanide destruction. European Journal of Mineral Processing and Environmental Protection 2004; 4 (1): 1-9. (11) Luque-Almagro VM, Huertas MJ, Martinez-Luque M, Moreno-Vivian C, Roldan MD, Garcia-Gil LJ, Castillo F, Blasco R. Bacterial degradation of cyanide and its metal complexes under alkaline conditions. Applied and Environmental Microbiology 2005; 71 (2): 940- 47. (12) Ezzi MI, Lynch JM. Biodegradation of cyanide by Trichoderma spp. and Fusarium spp. Enzyme and Microbial Technology 2005; 36 (7): 849-54. (13) Kwon HK, Woo SH, Park JM. Thiocyanate degradation by Acremonium strictum and inhibition by secondary toxicants. Biotechnology Letters 2002; 24 (16): 1347-51. (14) Fisher FB, Brown JS. Colorimetric determination of cyanide in stack gas and waste water. Analytical Chemistry 1952; 24 (9): 1440-44. (15) Özel YK, Gedikli S, Aytar P, Ünal A, Yamaç M, Çabuk A, Kolankaya N. New fungal biomasses for cyanide biodegradation. Journal of Bioscience and Bioengineering 2010; 110 (4): 431-35. (16) Silva-Avalos JUAN, Richmond MG, Nagappan O, Kunz DA. Degradation of the metal-cyano complex tetracyanonickelate (II) by cyanide-utilizing bacterial isolates. Applied and Environmental Microbiology 1990; 56 (12): 3664- 70. (17) Adjei MD, Ohta Y. Isolation and characterization of a cyanide-utilizing Burkholderia cepacia strain. World Journal of Microbiology and Biotechnology 1999; 15 (6): 699-704. (18) Brenner DJ, Krieg NR, Staley JT. Bergey's Manual of Systematic Bacteriology. 2nd edition, volume 2, USA: Springer; 2004. (19) Stephen JR, McCaig AE, Smith Z, Prosser JI, Embley TM. Molecular diversity of soil and marine 16S rRNA gene sequences related to beta-subgroup ammonia-oxidizing bacteria. Applied and Environmental Microbiology 1996; 62 (11): 4147- 54. (20) Sambrook J, Russell DW. The Condensed Protocols from Molecular Cloning: A Laboratory Manual. New York: Cold Spring Harbor Laboratory Press; 2006. (21) Edwards U, Rogall T, Blocker H, Emde M, Bottger EC. Isolation and direct complete nucleotide determination of entire genes. Characterization of a gene coding for 16S ribosomal RNA. Nucl Acids Res 1989; 17 (19): 7843-53. (22) Kim OS, Cho YJ, Lee K, Yoon SH, Kim M, Na H, et al. Introducing EzTaxon-e: a prokaryotic 16S rRNA gene sequence database with phylotypes that represent uncultured species. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology 2012; 62: 716- 21. (23) Fry WE, Millar RL. Cyanide degradion by an enzyme from Stemphylium loti. Archives of Biochemistry and Biophysics 1972; 151 (2): 468-74. (24) Atkinson A. Bacterial cyanide detoxification. Biotechnology and Bioengineering 1975; 17 (3): 457-60. (25) Harris RE, Knowles CJ. The conversion of cyanide to ammonia by extracts of a strain of Pseudomonas fluorescens that utilizes cyanide as a source of nitrogen for growth. FEMS Microbiology Letters 1983; 20 (3): 337- 41. (26) Dash RR, Balomajumder C, Kumar A. Treatment of metal cyanide bearing wastewater by simultaneous adsorption and biodegradation (SAB). Journal of Hazardous Materials 2008; 152 (1): 387- 96. (27) Padmaja G, Balagopal C. Cyanide degradation by Rhizopus oryzae. Canadian Journal of Microbiology 1985; 31 (8): 663-9. (28) Wang PY, Tsai SW, Chen TL. Improvement of enantioselectivity and stability of Klebsiella oxytoca hydrolase immobilized on Eupergit C 250L. Journal of Chemical Technology and Biotechnology 2008; 83 (11): 1518-1525. (29) Akcil A, Karahan AG, Ciftci H, Sagdic O. Biological treatment of cyanide by natural isolated bacteria (Pseudomonas sp.) Minerals Engineering 2003; 16 (7): 643-49. (30) Gurbuz F, Ciftci H, Akcil A. Biodegradation of cyanide containing effluents by Scenedesmus obliquus. Journal of Hazardous Materials 2009; 162 (1): 74-79. (31) Kowalska M, Bodzek M, Bohdziewicz J. Biodegradation of phenols and cyanides using membranes with immobilized microorganisms. Process Biochemistry 1998; 33 (2): 189-97. (32) Patil YB, Paknikar KM. Development of a process for biodetoxification of metal cyanides from waste waters. Process biochemistry 2000; 35 (10):1139-51. (33) Ezzi MI, Lynch JM. Cyanide catabolizing enzymes in Trichoderma spp. Enzyme and Microbial Technology 2002; 31 (7): 1042-47. (34) Ezzi MI, Pascual JA, Gould BJ, Lynch JM. Characterisation of the rhodanese enzyme in Trichoderma spp. Enzyme and Microbial Technology 2003; 32 (5): 629-34. (35) Pereira PT, Arrabaça JD, Amaral-Collaco MT. Isolation, selection and characterization of a cyanide-degrading fungus from an industrial effluent. International Biodeterioration and Biodegradation 1996; 37 (1): 45-52. (36) Pereira P, Pires AS, Roseiro JC. The effect of culture aging, cyanide concentration and induction time on formamide hydro-lyase activity of Fusarium oxysporum CCMI 876. Enzyme and Microbial Technology 1999; 25 (8):736-44. (37) Barclay M, Tett VA, Knowles CJ. Metabolism and enzymology of cyanide/metallocyanide biodegradation by Fusarium solani under neutral and acidic conditions. Enzyme and Microbial Technology 1998; 23 (5): 321-30. (38) Campos MG, Pereira P, Roseiro JC. Packed-bed reactor for the integrated biodegradation of cyanide and formamide by immobilised Fusarium oxysporum CCMI 876 and Methylobacterium sp. RXM CCMI 908. Enzyme and Microbial Technology 2006; 38 (6): 848-54. (39) Meyers PR, Rawlings DE, Woods DR, Lindsey GG. Isolation and characterization of a cyanide dihydratase from Bacillus pumilus C1. Journal of Bacteriology 1993; 175 (19): 6105-12. (40) Kao CM, Liu JK, Lou HR, Lin CS, Chen SC. Biotransformation of cyanide to methane and ammonia by Klebsiella oxytoca. Chemosphere 2003; 50 (8):1055-1061. (41) Maniyam MN, Sjahrir F, Ibrahim AL, Cass AE. Biodegradation of cyanide by Rhodococcus UKMP-5M. Biologia 2013; 68 (2): 177- 85. (42) SouzaFagundes EM, Rosa LH, Gomes N, Santos M,H, Pimentel PF. Thiocyanate degradation by pure and mixed cultures of microorganisms. Brazilian Journal of Microbiology 2004; 35 (4): 333- 36. (43) Finnegan I, Toerien S, Abbot L, Smit F, Raubenheimer HG. Identification and characterisation of an Acinetobacter sp. capable of assimilation of a range of cyano-metal complexes, free cyanide ions and simple organic nitriles. Applied Microbiology and Biotechnology 1991; 36 (1): 142-44. (44) Barclay M, Tett VA, Knowles CJ. Metabolism and enzymology of cyanide/metallocyanide biodegradation by Fusarium solani under neutral and acidic conditions. Enzyme and Microbial Technology 1998; 23 (5): 321- 30. | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
|
آمار تعداد مشاهده مقاله: 2,947 تعداد دریافت فایل اصل مقاله: 655 |
||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||