ردیابی مولکولی کلامیدوفیلا فلیس در ترشحات چشمی گربه‏ها‏ی خانگی در تهران و اصفهان

ممتاز, حسن; علی رضایی, محمد; کیهانی, پیمان

تعداد نشریات	43
تعداد شماره‌ها	1,713
تعداد مقالات	14,042
تعداد مشاهده مقاله	33,965,788
تعداد دریافت فایل اصل مقاله	13,601,151

	ردیابی مولکولی کلامیدوفیلا فلیس در ترشحات چشمی گربه‏ها‏ی خانگی در تهران و اصفهان
زیست شناسی میکروبی
مقاله 6، دوره 3، شماره 9، خرداد 1393، صفحه 45-52 اصل مقاله (148.85 K)
نویسندگان
حسن ممتاز^* ¹؛ محمد علی رضایی²؛ پیمان کیهانی³
¹دانشیار میکروبیولوژی، دانشگاه آزاد اسلامی واحد شهرکرد، ایران
²دانش آموخته دکتری دامپزشکی، دانشگاه آزاد اسلامی واحد شهرکرد، ایران
³استادیار بیماری‏ها‏ی درونی دام‏ها‏ی کوچک، دانشگاه آزاد اسلامی واحد شهرکرد، ایران
چکیده
مقدمه: کلامیدوفیلا فلیس از جمله شایع ‏ ترین اجرام بیماری‏زای جدا شده از ترشحات چشمی در گربه‏ها‏ی خانگی است‏‏. هدف از تحقیق حاضر، ردیابی حضور این میکروارگانیسم در نمونه‏ها‏ی سواب چشمی اخذ شده از گربه‏ها‏ی خانگی در دو شهر تهران و اصفهان بود. مواد و روش ‏‏ ها: از تعداد 224 گربه خانگی، نمونه‏ها‏ی سواب چشمی اخذ و استخراج DNA انجام شد. نمونه‏ها‏ با استفاده از واکنش زنجیره ایی پلی مراز ( PCR ) بررسی و محصولات PCR بر روی ژل آگاروز ارزیابی شدند. نتایج: از مجموع 224 نمونه بررسی شده، 40 مورد (85/17 درصد) به کلامیدوفیلا فلیس آلوده بودند که در آزمون PCR مثبت تشخیص داده شدند. بحث و نتیجه ‏ گیری: با توجه به این که جداسازی و تشخیص کلامیدوفیلا فلیس در محیط‏ها‏ی کشت آزمایشگاهی مشکل و زمان‏بر است، روش PCR به عنوان یک روش سریع و مطمئن برای ردیابی این ارگانیسم در نمونه‏ها‏ی بالینی توصیه می‏شود .
کلیدواژه‌ها
کلامیدوفیلا فلیس؛ گربه‏ها‏ی خانگی؛ واکنش زنجیره ایی پلی مراز

اصل مقاله
مقدمه کلامیدیا‏ها‏، دسته‏ایی از انگل‏ها‏ی اجباری داخل سلولی گرم منفی هستند که در چشم، دستگاه تنفس، دستگاه گوارش و موکوس دستگاه ادراری تناسلی انسان و بسیاری از حیوانات توانایی بقا دارند. این انگل‏ها‏ قادر به ایجاد عفونت‏ها‏یی بدون علائم بالینی تا عفونت‏ها‏یی با علایم بالینی در میزبان‏ها‏ی خود هستند (1). کلامیدوفیلا فلیس (پنومونی گربه) که بیشتر با نام کلامیدیا پسی تاسی شناخته می‏‏شود، یکی از مهم‏ترین عوامل تورم ملتحمه در گربه است‏‏ و توانایی ایجاد عفونت‏ها‏ی حاد تا مزمن در گربه را دارد. عفونت ناشی از کلامیدوفیلا فلیس با علایم تورم شدید ملتحمه همراه با اسپاسم پلک چشم، پر خونی و خیز ملتحمه چشم و ترشح سروزی و موکوسی چرکی چشم مشخص می‏‏شود. همچنین همراه با تورم ملتحمه علائم خفیف تنفسی همراه با ترشح خفیف از بینی، سرفه و عطسه ممکن است مشاهده شود. به دنبال عفونت طبیعی، این باکتری ممکن است که در دستگاه گوارش و دستگاه تناسلی استقرار یابد (2 و 3). علایم بالینی این بیماری معمولاً چهار روز پس از عفونت ظاهر شده و تا 30 روز ادامه دارد. به نظر می‏‏رسد که دوام طولانی مدت عفونت، علت بقای جرم در جمعیت گربه‏ها‏ باشد زیرا که جرم بیش از 150 روز پس از شروع عفونت از مهبل، سواب رکتوم و مخاط سطحی معده گربه جدا شده است (4). کلامیدوفیلا فلیس توانایی ایجاد بیماری‏ها‏یی از قبیل تورم ملتحمه، بزرگ شدگی کبد و طحال، عفونت‏ها‏ی کلیوی و عفونت آبشامه قلب را در انسان نیز دارد. از آن‏جایی که این اجرام توانایی بقا در محیط بیرون از بدن میزبان را ندارند، این بیماری بیشتر از طریق تماس مستقیم با ترشحات آلوده و ریز قطره‏ها‏ی تنفسی انتقال می‏‏یابد (4 و 5).با توجه به این موضوع، تشخیص سریع و قطعی حیوانات مشکوک از اهمیت خاصی برخوردار است. با توجه به این‏که کشت این اجرام مشکل بوده و آزمایش‏های میکروبیولوژی از جمله جداسازی باکتری از سواب چشمی و واژینال زمان‏بر است‏‏ و آزمون‏ها‏ی سرولوژی دقت کافی را در تشخیص عفونت یاد شده ندارند ، به کار‏گیری یک روش سریع و دقیق در تشخیص عفونت از اهمیت زیادی برخوردار است. واکنش زنجیره ایی پلیمراز (PCR) به منظور تشخیص DNA به عنوان شاخص حضور یک میکروارگانیسم بسیار کارآمد بوده و برای تشخیص کلامیدوفیلا فلیس به عنوان مطمئن‏‏ترین و سریع‏ترین روش شناخته شده است (6 و 7). بنابراین، این تحقیق با هدف جستجوی آلودگی با کلامیدوفیلا فلیس در گربه‏ها‏ی خانگی در دو شهر بزرگ ایران (تهران و اصفهان) به روش PCR انجام شد. مواد و روش‏ها تحقیق حاضر در کلینیک‏ها‏ی حیوانات خانگی دو شهر تهران و اصفهان انجام شد. نمونه‏ها‏، از گربه‏ها‏ی مراجعه کننده به این کلینیک‏ها‏ پس از معاینه و ثبت مشخصات از قبیل سن، جنس، سابقه واکسیناسیون قبلی و سابقه عفونت‏ها‏ی تنفسی با استفاده از یک سواب مرطوب از چشم انجام شد. در تحقیق حاضر 224 نمونه سواب چشمی به شکل تصادفی شامل: 80 نمونه از تهران و 144 نمونه از اصفهان در سه گروه سنی زیر یک سال (32 نمونه)، 1 تا 3 سال (144 نمونه) و 3 تا 6 سال (48 نمونه) از دو جنس نر (152 نمونه) و ماده (72 نمونه) تهیه شد. 64 نمونه مربوط به گربه‏ها‏ی به ظاهر سالم، 112 نمونه از گربه‏ها‏ی واجد علائم چشمی ( تورم ملتحمه چشم و آبریزش از چشم) و 48 نمونه به گربه‏ها‏ی مبتلا به عفونت‏ها‏ی تنفسی متعلق بود. از نمونه‏ها‏ی تهیه شده، 156 گربه سابقه استفاده از واکسن سه گانه گربه‏ها‏ را داشتند و 68 گربه از این واکسن استفاده نکرده بودند. سواب‏ها‏ی اخذ شده در محلول 1 درصد ‏ PBS به آزمایشگاه بیوتکنولوژی دانشگاه آزاد شهرکرد منتقل و تا زمان انجام آزمایشات مولکولی در فریزر منفی 70 درجه نگهداری شدند. واکنش زنجیره ایی پلیمراز (PCR) استخراج DNA از محلول PBS آغشته به سواب با استفاده از کیت استخراج DNA ساخت شرکت سیناژن ایران[i] طبق دستورالعمل کیت انجام شد. توالی پرایمر‏ها‏ی استفاده شده در این تحقیق از مطالعه انجام شده توسط سیکز و همکاران[ii] (8) که به تکثیر قطعه ای به طول 1094 جفت باز از ژن ompA کلامیدوفیلا فلیس می‏‏انجامد با توالی زیر انتخاب شد. F: ATGAAAAAACTCTTGAAATCGG R: CAAGATTTTCTAGACTTCATTTTGTT واکنش گر‏ها‏ی مربوط به واکنش PCR در حجم نهایی 25 میکرولیتر شامل: 5/2 میکرولیتر از DNA الگو، 2/0 میکرومول از هر پرایمر، 200 میکرومول dNTP Mix (فرمنتاس، آلمان)، 5/1 میکرومول MgCl₂_،2/5 میکرولیتر بافر PCR و 1 واحد از آنزیم Taq DNA Polymerase (فرمنتاس، آلمان) انتخاب شد. بلافاصله نمونه‏ها‏ در دستگاه ترموسایکلر[iii] قرار داده شدند و برنامه دمایی به شکل زیر تنظیم شد: یک سیکل 95 درجه سانتی‏گراد 5 دقیقه، 30 چرخه دمایی تکراری 94 درجه سانتی‏گراد 1 دقیقه، 62 درجه سانتی‏گراد 1 دقیقه و 72 درجه سانتی‏گراد 1 دقیقه و یک مرحله نهایی 72 درجه سانتی‏گراد 8 دقیقه. در انجام PCR از DNA استخراج شده از نمونه ای که در آزمایش مستقیم میکروسکوپی (رنگ آمیزی گیمسا) واجد اجرام کلامیدیایی بود به عنوان نمونه کنترل مثبت و از آب مقطر به عنوان نمونه کنترل منفی استفاده شد. در پایان محصول PCR مربوط به نمونه‏ها‏ی آزمایش شده روی ژل 1 در صد آگاروز حاوی اتیدیوم بروماید در حضور مارکر 1 کیلوبازی DNA (فرمنتاس، آلمان) در ولتاژ ثابت 90 ولت به مدت 45 دقیقه الکتروفورز و نتیجه با نور UV مشاهده و ثبت شد. نتایج از مجموع 224 نمونه اخذ شده تعداد 40 نمونه (85/17 درصد) در روش PCR واجد ژنوم کلامیدوفیلا فلیس بودند. میزان آلودگی گربه‏ها‏ در شهرستان تهران 20 درصد و شهرستان اصفهان 66/16 درصد برآورد شد که در تجزیه و تحلیل آماری، اختلاف آماری معنی‏داری بین میزان آلودگی گربه‏ها‏ به کلامیدوفیلا فلیس در دو شهرستان تهران و اصفهان دیده نشد (P= 1. 021). تصویر مربوط به الکتروفورز تعدادی از نمونه‏ها‏ی مثبت شده در آزمایش PCR با دارا بودن قطعه 1094 جفت بازی DNA در شکل 1 نشان داده شده است. شکل 1- تصویر حاصل از الکتروفورز نمونه‏ها‏ی مطالعه شده روی ژل آگاروز ستون M = مارکر 1 کیلوبازی DNA ستون 1= نمونه کنترل منفی ستون 2= نمونه کنترل مثبت ستون‏ها‏ی 3 تا 7= نمونه‏ها‏ی مثبت مطالعه شده گربه‏ها‏ی مطالعه شده در سه گروه سنی زیر 1 سال، 1 تا 3 و 3 تا 6 سال بررسی شدند که کم‏ترین میزان آلودگی در گربه‏ها‏ی زیر 1 سال با 5/12 درصد آلودگی و بیش‏ترین مقدار در گروه سنی 3 تا 6 سال با 33/33 درصد آلودگی تعیین شد. بررسی آماری نتایج نشان‏دهنده وجود اختلاف آماری معنی دار بین این دو گروه سنی به ویژه بین گربه‏ها‏ی زیر 1 سال و 3 تا 6 سال در شهرستان اصفهان بود (P= 0. 021). از مجموع 224 نمونه اخذ شده، 152 گربه نر و 72 گربه ماده بودند. فراوانی حضور کلامیدوفیلا فلیس در جمعیت گربه‏ها‏ی نر 42/18 درصد و در جمعیت گربه‏ها‏ی ماده 66/16 درصد تعیین شد اما اختلاف آمار معنی‏داری بین میزان آلودگی با جنسیت گربه‏ها‏ مشاهده نشد (P= 0. 924). 156 گربه از جمعیت مطالعه شده دارای سابقه واکسیناسیون بر علیه عفونت‏ها‏ی تنفسی گربه‏ها‏ (واکسن سه گانه گربه‏ها‏) بودند که 84/3 درصد از آن‏ها‏ حاوی DNA کلامیدوفیلا فلیس بودند. میزان آلودگی در گروه گربه‏ها‏ی فاقد سابقه واکسیناسیون معادل 50 درصد برآورد شد. تحلیل آماری نتایج این قسمت نشان‏دهنده وجود اختلاف آماری معنی دار (P= 0. 003) بین استفاده از واکسن سه گانه گربه‏ها‏ در گربه‏ها‏ی مطالعه شده با آلودگی آن‏ها‏ به کلامیدوفیلا فلیس بود. از جمعیت گربه‏ها‏ی مطالعه شده، 112 گربه دارای علایم چشمی، 48 گربه دارای علایم تنفسی و 64 گربه به ظاهر سالم و فاقد علایم بالینی بودند. پس از انجام آزمون PCR، 17/85 درصد از گربه‏ها‏ی واجد علایم چشمی، 25 درصد از گربه‏ها‏ی مبتلا به عوارض تنفسی و 5/12 درصد از گربه‏ها‏ی به ظاهر سالم از نظر حضور کلامیدوفیلا فلیس آلوده بودند. تجزیه و تحلیل آماری نتایج اختلاف آماری معنی‏داری را بین میزان آلودگی با کلامیدوفیلا فلیس و وجود ضایعات تنفسی و چشمی در گربه‏ها‏ نشان داد (P= 0. 042). بحث و نتیجه‏گیری بیماری دستگاه تنفس فوقانی[iv] یکی از شایع‏ترین بیماری‏‏ها‏ی عفونی در گربه‏ها‏ است که بیشتر توسط کلامیدوفیلا فلیس، هرپس ویروس یک گربه‏ها‏ و کلیسی ویروس گربه‏ها‏ ایجاد می‏‏شود. کلامیدوفیلا فلیس از جمله مهم‏ترین اجرام بیماری‏زا در گربه‏ها‏ است که بیشتر باعث عفونت چشم و دستگاه تنفس می‏شود‏‏. عوامل کلامیدیایی توانایی ایجاد عفونت‏ها‏ی غیر آشکار تا عفونت‏ها‏ی شدید بالینی در میزبان‏ها‏ی مختلف (دام، انسان و پرندگان) را دارد و به عنوان یکی از میکروارگانیسم‏های بیماری‏زا زئونوتیک محسوب می‏‏شوند که از طریق تماس مستقیم با ریز قطرات معلق در هوا بین انسان و یا دام منتقل می‏‏شوند. هدف از این مطالعه به کارگیری آزمایش PCR برای ردیابی حضور کلامیدوفیلا فلیس در سواب چشمی گربه‏ها‏ی خانگی دو شهر تهران و اصفهان و بررسی ارتباط بین میزان آلودگی با متغیرهایی نظیر سن، جنس، سابقه واکسیناسیون قبلی و وجود ضایعات تنفسی در گربه‏ها‏ بود که با روش مولکولی (PCR) انجام شد. از جمع 224 گربه مطالعه شده، 40 گربه (85/17 درصد) با روش PCR واجد ژنوم کلامیدوفیلا فلیس بودند. فراوانی آلودگی با این میکروارگانیسم‏های بیماری‏زا در گربه‏ها‏ی به ظاهر سالم (فاقد عوارض چشمی و تنفسی) معادل 5/12 درصد و درگروه گربه‏ها‏ی واجد عوارض چشمی 85/17 درصد تعیین شد. در مطالعه انجام شده توسط سیکز و همکاران در سال 2001 در استرالیا سواب‏ها‏ی چشمی و چشمی- حلقی اخذ شده از 104 گربه خانگی مبتلا به بیماری‏ها‏ی دستگاه تنفس فوقانی از نظر آلودگی به سه عامل کلامیدیا پسی تاسی، هرپس ویروس یک گربه و کلیسی ویروس گربه به روش PCR بررسی شد. هرپس ویروس یک گربه در 18 گربه (3/17 درصد) و کلامیدیا پسی تاسی در 12 نمونه (5/11 درصد) از گربه‏ها‏ی خانگی ردیابی شد که تا حدودی معادل میزان آلودگی تعیین شده در مطالعه حاضر است. در این مطالعه، روش مولکولی Multiplex RT- PCR و PCR به عنوان روشی ارزشمند در بررسی همه‏گیر شناسی میکروارگانیسم‏های بیماری‏زا‏ ‏ی دستگاه تنفس فوقانی گربه‏ها‏ معرفی شد (8). در مطالعه دیگری از سیکز و همکاران دو روش کشت و PCR از نظر ارزیابی حضور کلامیدیا پسی تاسی در گربه‏ها‏ی بیمار درمان شده با داکسی سیکلین و درمان نشده مقایسه شدند. در روش کشت، سواب‏ها‏ی چشمی اخذ شده از گربه‏ها‏ پس از شروع درمان با 5 میلی‏گرم به ازای هر کیلوگرم وزن بدن داکسی سیکلین تا یک روز پس از شروع درمان مثبت شدند اما با روش PCR، نمونه‏ها‏ تا 5 روز پس از درمان نتیجه مثبت نشان دادند. در روش PCR، 85/7 درصد با روش کشت و 9/72 درصد از گربه‏ها‏ی درمان نشده مثبت بودند. بنابراین، در این مطالعه نیز PCR به عنوان روشی بسیار حساس در تشخیص گربه‏ها‏ی مبتلا به بیماری‏ها‏ی دستگاه تنفس فوقانی معرفی شد (9). علت تفاوت در میزان آلودگی گربه‏ها‏ به کلامیدوفیلا فلیس در مطالعه حاضر با سایر مطالعات انجام شده می‏‏تواند به دلایل مختلف از جمله، شرایط نگهداری گربه‏ها‏ در پناه‏گاه‏ها‏ یا محیط‏ها‏ی بسته، تراکم گربه‏ها‏ی نگهداری شده، وضعیت بهداشتی محل‏ها‏ی نگهداری و پرورش گربه‏ها‏، انجام واکسیناسیون و وضعیت ایمنی گربه‏ها‏ی خانگی، تفاوت در حساسیت روش‏ها‏ی مختلف PCR، نوع و موضع آناتومیکی محل اخذ نمونه و وضعیت بهداشتی و سلامتی کل گله مطالعه شده باشد. در یک مطالعه عنوان شده که به علت برخی مشکلات، ردیابی میکروارگانیسم‏های بیماری‏زا‏ها‏ی تنفسی به ویژه عوامل ویروسی در سواب‏ها‏ی اخذ شده از سطوح مخاطی سخت است‏‏. زیرا که ذرات ویروسی بسیار کوچک و حساسند، همچنین حضور آنزیم RNase در سطوح موکوسی مخاطات می‏‏تواند احتمال ردیابی ویروس‏ها‏یی نظیر کلیسی ویروس گربه را کاهش دهد (8). میزان آلودگی در مناطق مختلف متفاوت است به نحوی که در مطالعه حاضر، فراوانی آلودگی در شهر تهران 20 درصد و در گربه‏ها‏ی اصفهان 66/16 درصد تعیین شد. در مطالعات قبلی نیز کلامیدوفیلا فیلس و هرپس ویروس یک گربه به عنوان شایع‏ترین عوامل عفونت‏ها‏ی تنفسی گربه‏ها‏ در ایتالیا و ژاپن معرفی شده (10 و 11) در حالی که شیوع این دو میکروارگانیسم‏های بیماری‏زا در استرالیا و ایالات متحده آمریکا کمتر است‏‏ (8 و 12). در تحقیق انجام شده، اختلاف آماری معنی داری بین جنسیت گربه و آلودگی آن‏ها‏ به کلامیدوفیلا فلیس یافت نشد که این موضوع در مطالعات قبلی نیز به اثبات رسیده و جنس گربه به عنوان یک عامل مستعد کننده در ایجاد و شیوع آلودگی معرفی نشده است (12 و 13). در مطالعه حاضر بیشترین فراوانی آلودگی در گربه‏ها‏ی 3 تا 6 سال (33/33 درصد) و کمترین درصد آلودگی در گربه‏ها‏ی جوان زیر 1 سال با 5/12 درصد آلودگی تعیین شد. در حالی که در بیشتر مطالعات انجام شده، شیوع بالایی از آلودگی در گربه‏ها‏ی زیر 1 سال گزارش شده است (13 تا 15). این امر می‏‏تواند مربوط به شرایط ایمنولوژیکی بدن، وجود پادتن‏ها‏ی مادری منتقل شده به بچه گربه‏ها‏ و در معرض قرار گرفتن بیشتر گربه‏ها‏ در سنین بالاتر باشد. در مطالعه زیکولا و همکاران[v] در بلژیک، میزان آلودگی به کلیسی ویروس گربه و هرپس ویروس یک گربه در گروهی از گربه‏ها‏ی مشابه به روش PCR و RT-PCR بررسی شد. در این گروه میزان آلودگی با کلیسی ویروس (1/33 درصد) بالاتر از هرپس ویروس یک گربه (1/20 درصد) بود. در گربه‏ها‏ی آلوده به کلیسی ویروس التهاب لثه[vi] و در گربه‏ها‏ی آلوده با هرپس ویروس یک گربه درگیری‏ها‏ی تنفسی غالب بود. میانگین سنی گربه‏ها‏ی آلوده به کلیسی ویروس (38 ماهه) به طور قابل ملاحظه‏ای بالاتر از متوسط سن گربه‏ها‏ی درگیر با هرپس ویروس یک گربه (9/29 ماه) بود. در این بررسی، گزارش شد که میزان آلودگی گربه‏ها‏ با هرپس ویروس یک گربه در چهار ماهه دوم و چهارم سال و شیوع درگیری با کلیسی ویروس در چهار ماهه اول و دوم سال نسبت به سایر مواقع سال بیشتر است‏‏ و شیوع بالای عوامل عفونی، اهمیت کاربرد دقیق‏تر اصول بهداشتی و پیشگیری کننده را در مراکز نگهداری گربه‏ها‏ بیش از پیش مشخص می‏‏کند (13). رعایت اصول بهداشتی و انجام برنامه منظم واکسیناسیون در مراکز پرورش و نگهداری گربه‏ها‏ یکی از عوامل مهم در کاهش شیوع عفونت‏ها‏ی تنفسی در گربه‏ها‏ است. شایان ذکراست که در مطالعه حاضر نیز فراوانی آلودگی با کلامیدوفیلا فلیس در گروه گربه‏ها‏یی که سابقه برنامه منظم واکسیناسیون (به ویژه واکسن سه گانه گربه‏ها‏) را داشتند به شکل در خور توجهی پائین‏تر از گروه گربه‏ها‏یی بود که واکسیناسیون قبلی در آن‏ها‏ انجام نگرفته بود. مطالعه حاضر نشان داد که ضایعات چشمی نظیر التهاب ملتحمه و ریزش ترشح چشمی و عوارض تنفسی از مهم‏ترین علایم درگیری گربه‏ها‏ با کلامیدوفیلا فلیس است. رامپازو و همکاران[vii] و هارتمن و همکاران[viii]، رابطه معنی داری از حضور کلامیدوفیلا فلیس در التهاب ملتحمه چشم را گزارش کردند (11 و 16). بیشتر یک چهارم از گربه‏ها‏ی آلوده به هرپس ویروس یک گربه و یک پنجم از گربه‏ها‏ی درگیر با کلامیدوفیلا فلیس هیچ گونه علایم بالینی آشکاری را نشان نمی‏‏دهند. در مطالعه حاضر نیز 5/12 درصد ازگربه‏ها‏ی به ظاهر سالم حامل کلامیدوفیلا فلیس بودند این حالت ممکن است به دلیل دوره انتقال مخفی بیماری و اشکال تحت بالینی آن باشد که توسط محققینی نظیر کانگ[ix] و پارک[x] در سال 2008 توصیف شده است (17). در مطالعه‏ای که نخستین بار در سال 2011 توسط سیبیتز و همکاران[xi] در اتریش برای ردیابی گونه‏ها‏ی مختلف کلامیدیا به ویژه گونه خطرناک و زئونوتیک کلامیدوفیلا پنومونیا در گربه‏ها‏ی مبتلا به التهاب ملتحمه چشم انجام شد، 25 گربه ی به ظاهر سالم و 49 گربه ی واجد عوارض چشمی با دو روش Read time- PCR و کشت سلولی ارزیابی شدند. در این مطالعه، 5 عدد از گربه‏ها‏ی مبتلا به التهاب ملتحمه چشم آلوده به کلامیدوفیلا پنومونیه و 2 عدد از گربه‏ها‏ی درگیر آلوده به کلامیدوفیلا فلیس بودند (18). از آنجایی که امکان ردیابی گونه‏ها‏ی کلامیدیایی به وابستگی آن‏ها‏ به سلول زنده در محیط‏ها‏ی آزمایشگاهی به ویژه به روش کشت میکروبی مشکل و زمان بر است، روش‏ها‏ی مولکولی نظیر PCR برای ردیابی این عوامل نظیر کلامیدوفیلا فلیس در گربه‏ها‏به عنوان یک روش سریع و مطمئن و دقیق استفاده شده است. اما توصیه می‏شود که مطالعات جامع‏تری در خصوص پراکنش گونه‏ها‏ی مختلف کلامیدیا در میزبان‏ها‏ی دامی و انسانی به ویژه پرندگان زینتی در شهرهای مختلف کشور انجام شده و آماری دقیق و جامع از آلودگی با این گونه‏ها‏ در انسان و دام ارائه شود. [i] DNP^TMKit [ii] Sykes et al [iii] Master cycler Gradient, Eppendorf, Germany [iv] Upper respiratory tract disease [v] Zicola et al [vi] Gingivitis [vii] Rampazzo et al [viii] Hartmann et al [ix] Kang [x] Park [xi] Sibitz et al
مراجع
References (1 ) Everett KD, Bush RM, Andersen AA. Emended description of the order Chlamydiales, proposal of Parachlamydiaceae fam. nov. and Simkaniaceae fam. nov. , each containing one monotypic genus, revised taxonomy of the family Chlamydiaceae, including a new genus and five new species, and standards for the identification of organisms. Int J Syst Bacteriol 1999; 49(Pt 2): 415-40. (2) Helps C, Reeves N, Egan K, Howard P, Harbour D. Detection of Chlamydophila felis and feline herpesvirus by multiplex real-time PCR analysis. J Clin Microbiol 2003; 41(6): 2734-6. (3) Hoover EA, Kahn DE, Langloss JM. Experimentally induced feline chlamydial infection (feline pneumonitis). Am J Vet Res 1978; 39(4): 541-7. (4) Herrmann B, Pettersson B, Everett KD, Mikkelsen NE, Kirsebom LA. Characterization of the rnpB gene and RNase P RNA in the order Chlamydiales. Int J Syst Evol Microbiol 2000; 50(Pt 1): 149-58. (5) Sykes JE. Feline chlamydiosis. Clin Tech Small Anim Pract 2005; 20(2): 129-34. (6) McDonald M, Willett BJ, Jarrett O, Addie DD. A comparison of DNA amplification, isolation and serology for the detection of Chlamydia psittaci infection in cats. Vet Rec 1998; 143(4): 97-101. (7) TerWee J, Sabara M, Kokjohn K, Sandbulte J, Frenchick P, Dreier KJ. Characterization of the systemic disease and ocular signs induced by experimental infection with Chlamydia psittaci in cats. Vet Microbiol 1998; 59(4): 259-81. (8) Sykes JE, Allen JL, Studdert VP, Browning GF. Detection of feline calicivirus, feline herpesvirus 1 and Chlamydia psittaci mucosal swabs by multiplex RT-PCR/PCR. Vet Microbiol 2001; 81(2): 95-108. (9 Sykes JE, Studdert VP, Browning GF. Comparison of the polymerase chain reaction and culture for the detection of feline Chlamydia psittaci in untreated and doxycycline-treated experimentally infected cats. J Vet Intern Med 1999; 13(3): 146-52. (10) Cai Y, Fukushi H, Koyasu S, Kuroda E, Yamaguchi T, Hirai K. An etiological investigation of domestic cats with conjunctivitis and upper respiratory tract disease in Japan. J Vet Med Sci 2002; 64(3): 215-9. (11)Rampazzo A, Appino S, Pregel P, Tarducci A, Zini E, Biolatti B. Prevalence of Chlamydophila felis and feline herpesvirus 1 in cats with conjunctivitis in northern Italy. J Vet Intern Med 2003; 17(6): 799-807. (12)Bannasch MJ, Foley JE. Epidemiologic evaluation of multiple respiratory pathogens in cats in animal shelters. J Feline Med Surg 2005; 7(2): 109-19. (13) Zicola A, Saegerman C, Quatpers D, Viandier J, Thiry E. Feline herpesvirus 1 and feline calicivirus infections in a heterogeneous cat population of a rescue shelter. J Feline Med Surg 2009; 11(12): 1023-7. (14)Binns SH, Dawson S, Speakman AJ, Cuevas LE, Hart CA, Gaskell CJ, et al. A study of feline upper respiratory tract disease with reference to prevalence and risk factors for infection with feline calicivirus and feline herpesvirus. J Feline Med Surg 2000; 2(3): 123-33. (15)Di Martino B, Di Francesco CE, Meridiani I, Marsilio F. Etiological investigation of multiple respiratory infections in cats. New Microbiol 2007; 30(4): 455-61. (16) Hartmann AD, Hawley J, Werckenthin C, Lappin MR, Hartmann K. Detection of bacterial and viral organisms from the conjunctiva of cats with conjunctivitis and upper respiratory tract disease. J Feline Med Surg 2010; 12(10): 775-82. (17) Kang BT, Park HM. Prevalence of feline herpesvirus 1, feline calicivirus and Chlamydophila felis in clinically normal cats at a Korean animal shelter. J Vet Sci 2008; 9(2): 207-9. (18) Sibitz C, Rudnay EC, Wabnegger L, Spergser J, Apfalter P, Nell B. Detection of Chlamydophila pneumoniae in cats with conjunctivitis. Vet Ophthalmol 2011; 14 (Suppl 1): 67-74.
آمار تعداد مشاهده مقاله: 2,774 تعداد دریافت فایل اصل مقاله: 644

سامانه مدیریت نشریات علمی. طراحی و پیاده سازی از سیناوب

پیوندهای مفید

اخبار و اعلانات

آمار

ردیابی مولکولی کلامیدوفیلا فلیس در ترشحات چشمی گربه‏ها‏ی خانگی در تهران و اصفهان

(2) Helps C, Reeves N, Egan K, Howard P, Harbour D. Detection of Chlamydophila felis and feline herpesvirus by multiplex real-time PCR analysis. J Clin Microbiol 2003; 41(6): 2734-6.

(3) Hoover EA, Kahn DE, Langloss JM. Experimentally induced feline chlamydial infection (feline pneumonitis). Am J Vet Res 1978; 39(4): 541-7.

(4) Herrmann B, Pettersson B, Everett KD, Mikkelsen NE, Kirsebom LA. Characterization of the rnpB gene and RNase P RNA in the order Chlamydiales. Int J Syst Evol Microbiol 2000; 50(Pt 1): 149-58.

(5) Sykes JE. Feline chlamydiosis. Clin Tech Small Anim Pract 2005; 20(2): 129-34.

(6) McDonald M, Willett BJ, Jarrett O, Addie DD. A comparison of DNA amplification, isolation and serology for the detection of Chlamydia psittaci infection in cats. Vet Rec 1998; 143(4): 97-101.

(7) TerWee J, Sabara M, Kokjohn K, Sandbulte J, Frenchick P, Dreier KJ. Characterization of the systemic disease and ocular signs induced by experimental infection with Chlamydia psittaci in cats. Vet Microbiol 1998; 59(4): 259-81.

(8) Sykes JE, Allen JL, Studdert VP, Browning GF. Detection of feline calicivirus, feline herpesvirus 1 and Chlamydia psittaci mucosal swabs by multiplex RT-PCR/PCR. Vet Microbiol 2001; 81(2): 95-108.

(9 Sykes JE, Studdert VP, Browning GF. Comparison of the polymerase chain reaction and culture for the detection of feline Chlamydia psittaci in untreated and doxycycline-treated experimentally infected cats. J Vet Intern Med 1999; 13(3): 146-52.

(10) Cai Y, Fukushi H, Koyasu S, Kuroda E, Yamaguchi T, Hirai K. An etiological investigation of domestic cats with conjunctivitis and upper respiratory tract disease in Japan. J Vet Med Sci 2002; 64(3): 215-9.

(11)Rampazzo A, Appino S, Pregel P, Tarducci A, Zini E, Biolatti B. Prevalence of Chlamydophila felis and feline herpesvirus 1 in cats with conjunctivitis in northern Italy. J Vet Intern Med 2003; 17(6): 799-807.

(12)Bannasch MJ, Foley JE. Epidemiologic evaluation of multiple respiratory pathogens in cats in animal shelters. J Feline Med Surg 2005; 7(2): 109-19.

(13) Zicola A, Saegerman C, Quatpers D, Viandier J, Thiry E. Feline herpesvirus 1 and feline calicivirus infections in a heterogeneous cat population of a rescue shelter. J Feline Med Surg 2009; 11(12): 1023-7.

(14)Binns SH, Dawson S, Speakman AJ, Cuevas LE, Hart CA, Gaskell CJ, et al. A study of feline upper respiratory tract disease with reference to prevalence and risk factors for infection with feline calicivirus and feline herpesvirus. J Feline Med Surg 2000; 2(3): 123-33.

(15)Di Martino B, Di Francesco CE, Meridiani I, Marsilio F. Etiological investigation of multiple respiratory infections in cats. New Microbiol 2007; 30(4): 455-61.

(16) Hartmann AD, Hawley J, Werckenthin C, Lappin MR, Hartmann K. Detection of bacterial and viral organisms from the conjunctiva of cats with conjunctivitis and upper respiratory tract disease. J Feline Med Surg 2010; 12(10): 775-82.

(17) Kang BT, Park HM. Prevalence of feline herpesvirus 1, feline calicivirus and Chlamydophila felis in clinically normal cats at a Korean animal shelter. J Vet Sci 2008; 9(2): 207-9.

(18) Sibitz C, Rudnay EC, Wabnegger L, Spergser J, Apfalter P, Nell B. Detection of Chlamydophila pneumoniae in cats with conjunctivitis. Vet Ophthalmol 2011; 14 (Suppl 1): 67-74.